基于16S rRNA测序的1型和2型糖尿病大鼠肠道菌群差异.pdf

第37 卷第2 期2024年4月文章编号：10 0 4-8 8 2 0(2 0 2 4)0 2-0 16 3-0 9烟台大学学报（自然科学与工程版）Journal of Yantai University(Natural Science and Engineering Edition)Vol.37 No.2Apr.2024doi:10.13951/ki.37-1213/n.221105基于16 S rRNA 测序的1型和2 型糖尿病大鼠肠道菌群差异倪妍,滕新栋”,徐丽,王绪敏，曲江勇,王丽君，金黎明4,邢志凯,刘秀梅（1.烟台大学生命科学学院，山东烟台2 6 40 0 5;2.青岛国际旅行卫生保健中心，山东青岛2 6 6 0 7 1;3.青岛大港海关，山东青岛2 6 6 0 7 1;4.大连民族大学生物技术与生物资源利用重点实验室，辽宁大连116600)摘要：通过16 SrRNA测序分析T1DM与T2DM大鼠肠道菌群的差异。Alpha多样性分析显示,T1DM组和T2DM组肠道菌群多样性和均匀度均高于对照组,Beta多样性分析显示不同组样本间存在差异且有很好的聚类。在门水平上,T1DM和T2DM大鼠肠道菌群以Firmicutes和Bacteroidetes为主，Firmicutes/Bacteroidetes（F/B）比例相比于对照组增加，且T2DM组高于T1DM组。与对照组相比,T1DM组Actinobacteria丰度显著增加,Anaerofus-tis丰度显著降低。在T2DM大鼠中,Proteobacteria、O s c i l l o s p i r a 丰度显著增加。Oscillospi-ra丰度在T2DM组增加，在T1DM组无明显差异。Rhodococcus为TIDM组的特有属,Cop-robacilus和Roseburia为T2DM组的特有属。研究结果表明大鼠肠道菌群失调与T1DM和T2DM密切相关，可为T1DM和T2DM 患者的个性化治疗提供科学依据。关键词：肠道菌群；T1DM;T2DM16SrRNA测序中图分类号：Q939文献标志码：A微生物组成紊乱是许多慢性疾病的关键因素，如糖尿病(DM）、炎症性肠病、免疫紊乱、糖尿病肾病和过敏反应等 。肠道细菌在人体健康中发挥重要作用,肠道菌群失调会使免疫力下降，引发慢性炎症和能量失衡,进而导致肥胖、胰岛素抵抗和其他代谢紊乱,最终促进糖尿病的发生 2 。在此背景下,肠道菌群被认为是参与糖尿病发病的因素之一。大量的人类和动物研究已经证实，在糖尿病发生时肠道菌群会发生改变。如Betaproteobacteria、Clostridiumbolteae等致病菌增加,有益菌属Faecali-bacteriumprausnitzi减少，这可能导致短链脂肪酸（SCFA s)水平降低,有害炎性细胞因子增多 3-4还有研究表明T1DM患儿肠道菌群中抗炎细菌Pre-votella和Butyricimonas 的丰度降低 5。MA等研究表明,与健康大鼠相比,T1DM 大鼠中与炎症相关的致病菌丰度增加，而有益菌丰度降低 6 。还有研究证实与正常组和T2DM前期组相比,T2DM组的Collinsella 和一个Enterobacteriaceae（肠杆菌科）的未知属丰度增加 7 。在喂食高脂肪饲料的小鼠中，Bacteroidetes 的相对丰度较高，Firmicutes 的相对丰度较低 8 。此外,有研究发现药物可以通过调节糖尿病大鼠的肠道菌群来改善糖尿病的症状 9,这些收稿日期：2 0 2 2-11-10基金项目：生物技术与资源利用教育部重点实验室（大连民族大学）开放基金（KF2022006）；烟台“双百人才项目”（2 32 0 004-SM20RC02)。通信作者：刘秀梅（），讲师,博士，主要研究方向为宏基因组学。164结果进一步证明了肠道菌群在糖尿病的发生发展中起着重要的作用。虽然已有许多研究表明肠道菌群与糖尿病的发生有密切联系,但尚无研究表明T1DM和 T2DM患者肠道菌群组成的具体差异。本研究采用16 SrRNA的测序方法研究 T1DM 和 T2DM 大鼠肠道菌群的差异,未来有可能通过改变患者肠道菌群的组成来实现糖尿病患者的个性化治疗。1材料和方法1.1数据来源本研究采用的2 7 份样品数据来自NCBI数据库,数据类型均为16 S rRNA 的V3-V4 区测序。项目号分别为PRJNA574574（T 1D M）6 和PRJ-NA774924（T 2 D M）9。数据来源的所有实验大鼠均为Sprague-Dawley大鼠（雄性），且均在相同的控制条件下(2 2 2 4,光/暗周期12 h)进行饲养。1.2数据处理原始测序数据采用QIME2（版本2 0 2 1.2）进行处理,DADA2 用于对原始数据进行序列质控去噪、合并和去除嵌合体。首先将原始数据转换为QI-IME2格式，再用DADA210插件进行质量控制和生成特征表,并同时过滤嵌合序列。为了去除数据左端低质量序列、barocde或引物，左端截取值设置为10 bp。并对序列长度进行截取,从数据序列质量大幅度下降的位置进行切除，同时也是为了去除右端的低质量序列。此步骤生成代表性序列（ASVs）及其频率分布表。使用q2-feature-classifier插件中的classify-sklearn 基于 naive Bayes 方法利用 Greenge-nes数据库v.13_8（序列相似性99%）对ASVs进行分类和注释,在不同分类水平上对大鼠肠道微生物进行研究。1.3肠道菌群多样性与丰度差异分析Alpha多样性和Beta多样性均使用QIIME2软件分析得到。Alpha 多样性包括以下6 个指数(Goodscoverage 指数、Shannon 指数、Simpson 指数、chaol指数、ACE 指数、均匀度指数）。其中 Simpson指数和Shannon指数反映群落多样性,Chaol 和ACE指数来反映群落丰富度,Goodscoverage 指数来反映测序深度。Beta多样性计算了不同组之间的未加权UniFrac和加权UniFrac 距离,并基于距离矩阵的主坐标分析（PCoA）方法比较不同组间差异。利用线性判别分析效应量（LEfSe）对所有样品中相烟台大学学报（自然科学与工程版）对丰度存在显著差异的类群进行识别。此外,利用线性判别分析(LDA)分析测序数据,确定每组最相关的类群 1.4统计分析所有物种丰度数据均以样本平均数来进行分析。使用相似性分析（ANOSIM）对 PCoA结果进行差异比较分析。利用P值 2 为阈值,筛选LEfSe分析得到具有显著差异的微生物。利用SPSS17.0软件进行独立t检验,测定微生物的丰度变化，以P0.05为显著性水平进行统计学分析。2 结 果2.1测序数据统计从2 7 个数据样本中共获得116 2 140 条序列，经过滤、去噪、去嵌合体后共得到30 2 7 15条序列，平均每个样本回收112 12 条序列进行比对分析，平均序列长度为46 3.0 4bp，长度范围在30 9 46 5bp之间,共获得3457 个代表性序列。将所获得的所有ASVs与Greengenes数据库v.13_8（序列相似性99%）进行注释分析，在2 7 个样品中共注释到10 个门、2 0 个纲、2 7 个目、43个科、58 个属的微生物。2.2多样性分析2.2.1微生物Alpha多样性各样本的Goodscov-erage指数在99.7 4%99.98%之间,丰富度稀疏曲线呈明显的渐近线（图1（a），表明群落的样本基本完整。图1（b）显示了各组间微生物群落Alpha多样性指数的差异。与对照组相比,T1DM 组和T2DM组肠道菌群多样性和均匀度均较高,T1DM组肠道菌群丰富度较高,T2DM组肠道菌群丰富度较低。2.2.2微生物Beta多样性采用Beta多样性指数分析各组的肠道菌群组成。考虑到丰度变异和系统发育相关性,选择未加权UniFrac 距离和加权UniF-rac距离进行Beta多样性分析。主坐标分析（PCo A）显示,不同组样本间存在差异。对于未加权的UniFrac距离,PCoA1占总差值的2 7.7 6%,PCoA2占8.40 1%（图2（a）。加权的UniFrac距离中，PCoA1占总差值的2 9.7 6%,PCoA2占2 5.57%（图2（b）。对未加权和加权的UniFrac 距离结果进行ANOSIM分析以确认这种差异。ANOSIM结果显示，三组间差异有统计学意义（未加权R：0.393,P=0.001;加权 R:0.26,P=0.002)。第37 卷第2 期倪妍，等：基于16 SrRNA测序的1型和2 型糖尿病大鼠肠道菌群差异1652000.85Goods_coverage0.99950.9990.998 52500.9982000.99751501005000Shannon54.754.54.254对照11+对照8-TIDM1+T1DM8对照22+对照9T1DM2+T2DM1对照3+对照10-T1DM3-T2DM2对照4+对照11T1DM4+T2DM3对照5+对照12T1DM5T2DM4一对照6+对照13+T1DM6+T2DM5对照77对照14+T1DM720004000样品序列数(a)丰富度稀疏曲线Simpson0.990.9850.980.9750.97ChaolACE3002402506 0008000Eveness0.910000200150160T2DM0.82DT2DM(b）组间微生物Alpha多样性指数图1微生物Alpha多样性Fig.1Alpha diversities of microbiota0.45(%t8)zV00d0.200.22.3肠道菌群组成比较采用LEfSe分析法比较对照组、T1DM、T 2 D M组大鼠的肠道菌群组成。物种层次树直观地反映了肠道菌群在门至种水平的差异（图3）。T1DM组检测到19个关键属,其中厚壁菌门（Firmicutes）、放线菌门（Actinobacteria）和拟杆菌门（Bacteroidetes）最多。从T2DM组找到的9个主要属大部分属于Fir-micutes和变形菌门（Proteobacteria）。因此，我们认为T1DM和T2DM大鼠的群落多样性和结构存在显著差异。肠道菌群的变化及其与T1DM、T 2 D M 的关0.41对照-T1DM+T2DM-0.40PCoA1(27.76%)(a)基于未加权距离的UniFrac PCoA对照-T1DM0.2T2DM00.2-0.40.40.8图2 德微生物Beta多样性Fig.2Beta diversities of microbiota系有待进一步确认。微生物多样性分析显示，门水平微生物类群最多的是Firmicutes（平均值为7 1.35%）和Bacte-roidetes（平均值为2 2.41%）（图4（a）。三组大鼠的肠道菌群不同，在T2DM大鼠中Firmicutes 的相对丰度增加,而Bacteroidetes 的相对丰度减少。在T1DM大鼠中,Bacteroidetes 的相对丰度下降,而Fir-micutes 的相对丰度几乎保持不变。对照组、TIDM组和T2DM组的F/B比值分别为2.55、3.18 和4.00,与对照组相比,T1DM组和T2DM组F/B比值-0.5-0.25PCoA1(29.76%)(b)基于加权距离的UniFrac PCoA00.250.5166均增加,且T2DM组高于T1DM 组。此外,与对照组相比，T1DM组Actinobacteria相对丰度显著增加，T2DM组Proteobacteria 的相对丰度显著增加。微生物多样性分析显示,乳酸菌属（Lactobacil-lus）（46.6 1%）、颤螺菌属（Oscillospira）（8.39%）、普氏菌属（Prevotella）（7.6 8%）瘤球菌属（Rumino-coccus）（6.0 9%）、梭菌属（Clostridium）（4.47%）和烟台大学学报（自然科学与工程版）球菌属（Coprococcus）（2.97%）是属水平上最丰富的微生物类群（图4（b）。与对照组相比,T1DM和T2DM大鼠Lactobacillus 的相对丰度显著降低,Ru-minococcus 的相对丰度相对增加。与对照组相比，Oscillospira 在T2DM组中相对丰度增加，而在T1DM组中差异无统计学意义。Ia:f_Propionibacteriaceaeb:0Actinomycetalesc:f_Bifidobacteriaceaed:oBifidobacterialese:cActinobacteriaf:fCoriobacteriaceaeg:0Coriobacterialesh:c二Coriobacteriai:p_Actinobacteriaj:f_Chitinophagaceaek:o_SaprospiralesI:c_Saprospiraem:f_TuricibacteraceaeOOn:o_TuricibacteralesBacillip:fChristensenellaceaeq:fEubacteriaceaer:fRuminococcaceaes:f_Mogibacteriaceaet:c_Clostridiau:fErysipelotrichaceaeV:0Erysipelotrichales3对照T1DM第37 卷IW:cErysipelotrichix:fDesulfovibrionaceaeTy:0Desulfovibrionalesz:c_Deltaproteobacteriaao:f_Helicobacteraceaeal:o_Campylobacteralesa2:c_Epsilonprotcobactcriaa3:o_Enterobacteriales1 a4:c_Gammaproteobacteriaa5:f_F161a6:0_CW040a7:cTM7_3a8:P.TM7a9:fAnaeroplasmataceae1bo:0Anaeroplasmatalesb1:0RF39b2:cMollicutesb3:pTenericutesb4:fVerrucomicrobiaceaeb5:o_Verrucomicrobialesb6:c_Verrucomicrobiaeb7:p_VerrucomicrobiaT2DM图3对照组、T1DM和T2DM组大鼠多水平物种层次树图Fig.3Hierarchical tree map of multistage species in control T1DM and T2DM ratsPFirmicutes0.75BacteroidetesPProteobacteriaPVerrucomicrobiaP0.5PPActinobacteriaTenericutesCyanobacteriaP.0.25TM7PDeferribacteresPp_Acidobacteria0对照 T1DM T2DM(a）微生物在门水平的分布2.4丝组间差异分析为了进一步研究不同组间的菌群差异,找出可能与T1DM和T2DM的发生密切相关的细菌属,本研究在属水平上进行了详细的差异分析。热图展示了属水平（前50)详细的肠道微生物区系组成（图5（a)）,结果显示三组间肠道菌群组成存在差异。采用统计分析（t检验）和LDA对其贡献率进行分析，gLactobacillus0.75gOscillospira1gPrevotellag.Ruminococcusg.Clostridium0.5gCoprococcusg.Allobaculum0.25gBacteroidesgAkkermansia18Prevotella0g._Turicibacter对照TIDM T2DM(b）微生物在属水平上的分布图4组间微生物结构组成Fig.4 Composition of intergroup microbial structure得到17 个具有显著差异的属（P2.0，P值2,P 2,P0.05)细菌LDA值(Control)Coprococcus3.486 0Butyricimonas3.267 5Bifidobacterium4.246 3丰度差异丰度丰度(T1DM)06.500 04.142 933.000 029.571 4298.870 5丰度差异丰度(T1DM vs(T2DM)Control)37.600 0上升2.000 0上升5.200 0上升(T2DM vsControl)上升下降下降P值0.000 70.001 20.003 8168细菌ClostridiumAnaerofustisCoprobacillusRoseburiaPropionibacteriumHelicobacterAkermansiaLactobacillusRhodococcusAnaeroplasmaRuminococcusStreptococcusAlistipesLactococcus烟台大学学报（自然科学与工程版）表1(续)丰度丰度LDA值(Control)4.658 2972.214 34.720 2534.571 42.783 602.974103.843 523.428 63.593329.571 44.080 6120.714 34.653 4792.142 92.657 003.258711.357 13.156 220.214 34.198 950.000 04.831 21 888.571 43.114 35.7143第37 卷丰度差异丰度差异丰度(T1DM vs(T1DM)(T2DM)1.309.625 01 773.800 0364.875 01.156.800 003.800 0010.800 0107.625 00052.400 0296.125 047.400 0204.000 081.600 01.375 0034.2500030.125 02.000 0313.375 068.400 01.798.750 01 216.400 024.000 04.000 0(T2DM vsControl)Control)上升上升下降上升上升一上升上升下降下降上升上升下降下降下降上升1上升下降上升下降上升上升下降下降上升下降P值0.007 50.007 80.010 40.010 40.010 40.012 50.012.50.016 50.021 40.029 80.030 40.030 60.032.30.046 20.000 50.00040.000 30.00020.000 100.00050.000 40.00030.00020.000103 讨 论肠道菌群通过提供能量、营养和免疫保护来抵御疾病,在保障宿主健康方面发挥着重要作用。以往的研究表明 T1DM 和 T2DM 的发病机制和治疗方法主要集中在肠道菌群的组成上(12-13。本研究采用16 S rRNA基因测序的方法,首次对T1DM大鼠和T2DM大鼠肠道内容物中的差异菌群进行研究。0.001 60.001 20.00080.00040T1DMT2DM(a)T1DM组特有属:RhodococcusT1DMT2DM(c)T2DM 组特有属:RoseburiaFig.6 Analysis of inter-group endemic genus in three groups对照对照图6 三组间特有菌属分析从肠道菌群的整体结构来看,T1DM组和 T2DM组肠道菌群多样性和丰富度显著增加(P0.05）。已有研究表明肠道菌群多样性的增加与糖尿病密切相关(6-7 。在本研究中,Firmicutes 和 Bacteroidetes是T1DM、T 2 D M 和对照组大鼠肠道菌群中的两个优势菌门,这两个菌门与肥胖和糖尿病的发生密切相关 14。本研究还发现T2DM大鼠Bacteroidetes 丰度TIDM(b)T2DM 组特有属:Coprobacillus0.0160.0120.0080.004(d)T1DM和T2DM大鼠特有属：CoprococcusT2DMTIDMT2DM对照对照第2 期降低、Firmicutes丰度增加,这与前人的报道结果相一致 15,还有研究表明肥胖个体中Firmicutes 的相对丰度较高、Bacteroidetes 的相对丰度较低 16 。随着F/B比值的增加,会导致炎症反应水平和体重指数增加使其更容易发生胰岛素抵抗，最终引发疾病 14,并且在肥胖或糖尿病人群中 F/B的比例显著增加L17。本研究中,与对照组相比,T1DM和T2DM大鼠肠道F/B比值显著升高（P0.05），提示T1DM和T2DM的发生可能与F/B 比值的变化有关。与对照组相比,T1DM大鼠中 Actinobacteria 相对丰度显著增加,T2DM大鼠Proteobacteria 相对丰度显著增加。已有研究表明，Actinobacteria和Pro-teobacteria丰度与高脂肪饮食呈正相关 18 ,进而会导致糖尿病的发生,这与本研究结果相符。此外,通常认为Actinobacteria 和Proteobacteria 的感染会产生一系列的炎症反应，对身体有害 19-2 0 。在属水平,LDA分析显示17 个菌属在组间存在差异显著，其中Alistipes、A n a e r o f u s t i s 和Clostridium为高丰度菌,Alistipes 在T1DM和T2DM大鼠中相对丰度均降低,Anaerofustis 相对丰度在T1DM大鼠中降低，而Clostridium在T1DM和T2DM大鼠中均明显增加。Alistipes 被认为与结肠炎有关 2 1,Anaerofustis含量降低可能导致乙酸和丁酸合成减少，导致肠道炎症反应增加,进而会导致脂糖代谢异常 2 2 ,Clostridium与空腹血糖、胰岛素和血浆甘油三酯呈负相关 2 3,它们可能在T1DM和T2DM过程中发挥重要作用。与对照组相比,T2DM组Oscillospira丰度增加，但在 TIDM组中无统计学意义,在T1DM 和T2DM组中Lactobacillus丰度显著降低、Ruminococcus 丰度相对增加。Lactobacillus 是一种典型的对糖尿病具有拮抗作用的益生菌,近年来被广泛应用于糖尿病的防治 ;Oscillospira和Ruminococcus在肥胖啮齿类动物中丰度增加,它们可将多糖发酵成SCFAs24且二甲双胍可以降低高脂肪小鼠Ruminococcus 的丰度 2 5。与对照组相比,T1DM大鼠特有属为Rhodo-coccus，T 2 D M 大鼠特有属为Coprobacillus 和 Rose-buria，Co p r o c o c c u s 在T1DM组和T2DM组均有发现。推测T1DM组和T2DM组肠道菌群特有属不同的可能原因是两种糖尿病的发病机制不同，即T1DM 是一种自身免疫性疾病,而T2DM 的发生是由于胰岛素抵抗背景下的进行性胰岛素分泌缺陷 2 6 。研究发现，在果糖喂养的大鼠中高丰度的Coprococcus与炎症有关 2 7 ,Rhodococcus会导致人免疫功能下降,影响身体健康 2 8 且Rhodococcus在糖倪妍，等：基于16 SrRNA测序的1型和2 型糖尿病大鼠肠道菌群差异依据,值得进一步的临床研究。4 结 论本研究首次尝试探讨T1DM与T2DM患者肠道菌群的差异,显示T1DM和T2DM大鼠肠道菌群发生了显著变化。这些结果表明菌群失调与T1DM和T2DM 密切相关,值得进一步的临床研究。Rhodo-coccus 为T1DM组特有属，Coprobacillus 和 Roseburia为T2DM大鼠特有属,Coprococcus 在 T1DM 和 T2DM大鼠均有发现，对照组无发现，它们可作为进一步研究 T1DM 和 T2DM 的诊断指标。参考文献：1MOAYYEDI P,JAESCHKE R.Microbiome:the begin-ning of understanding.Dr.Paul Moayedi in an interview withDr.Roman Jaeschke:part 1 J.Pol Arch Intern Med,2017,127(2):135-136.2 SERINO M,LUCHE E,CHABO C,et al.Intestinal mi-croflora and metabolic diseases J.Diabetes Metab,2009,35(4):262-272.3 CHEN M Y,LIAO ZQ,LU B Y,et al.Huang-Lian-Jie-du-decoction ameliorates hyperglycemia and insulin resistant inassociation with gut microbiota modulation J.Front Microbiol,2018,9:2380.4QIN J J,LI Y R,CAI Z M,et al.A metagenome-wide as-sociation study of gut microbiota in type 2 diabetes J.Nature,2012,490(7418):55-60.5HARBISON JE,ROTH-SCHULZE A J,GILES L C,etal.Gut microbiome dysbiosis and increased intestinal permeabil-ity in children with islet autoimmunity and type 1 diabetes:aprospective cohort study J.Pediatr Diabetes,2019,20(5):574-583.6MA Q T,LI Y Q,WANG J K,et al.Investigation of gutmicrobiome changes in type 1 diabetic mellitus rats based onhigh-throughput sequencing J.Biomed Pharmacother,2020,124:109873.7LAMBETH S M,CARSON T,LOWE J,et al.Composi-tion,diversity and abundance of gut microbiome in prediabetesand type 2 diabetesJ.J Diabetes Obes,2015,2(3):1-7.169尿病前期患者的肠道菌群中相对丰度显著增加 2 ,与肥胖者相比,Coprobacillus在健康人群的肠道中富集,被认为是一种新型的益生菌 30 ,Roseburia 在调节肠道微生物、免疫应答和疾病发展方面具有新作用 31。值得注意的是,在T2DM组中发现了一些有益菌,这可能反映了细菌在T2DM早期的自我调节过程,可作为进一步研究 T1DM 和 T2DM 的诊断指标。这些结果可为T1DM和T2DM的治疗提供科学1708MOYA-PEREZ A,NEEF A,SANZ Y.Bifidobacleriumpseudocatenulatum CECT 7765 reduces obesity-associated in-flammation by restoring the lymphocyte-macrophage balance andgut microbiota structure in high-fat diet-fed mice J.PLoSOne,2015,10(7):e0126976.9 HU N,ZHANG Q,WANG H,et al.Comparative evalu-ation of the effect of metformin and insulin on gut microbiota andmetabolome profiles of type 2 diabetic rats induced by the combi-nation of streptozotocin and high-fat diet J.Front Pharmacol,2022,12:794103.1OCALLAHAN BJ,MCMURDIE PJ,ROSEN M J,et al.DADA2:High-resolution sample inference from Ilumina ampli-con dataJ.Nat Methods,2016,13(7):581-583.11 SEGATA N,IZARD J,WALDRON L,et al.Met-agenomic biomarker discovery and explanation J.Genome Bi-ol,2011,12(6):R60.12WUH,ESTEVE E,TREMAROLIV,et al.Metforminalters the gut microbiome of individuals with treatment-naive type2 diabetes,contributing to the therapeutic effects of the drugJ.Nat Med,2017,23(7):850-858.13D O M ENECH A,PA SQ U INEL L I G,D E G IO RG IO R,et al.Morphofunctional changes underlying intestinal dysmotilityin diabetic RIP-I/hIFN transgenic mice J.Int J Exp Pathol,2011,92(6):400-412.14 ZHAO L P.The gut microbiota and obesity:from corre-lation to causality J.Nat Rev Microbiol,2013,11(9):639-647.15 HOLMES E,LI J V,MARCHESI J R,et al.Gut mi-crobiota composition and activity in relation to host metabolicphenotype and disease riskJ.Cell Metab,2012,16(5):559-564.16 HILLS JR R D,PONTEFRACT B A,MISHCON H R,et al.,Gut microbiome:profound implications for diet and dis-easeJ.Nutrients,2019,11(7):1613.17ABDALLAH ISMAILN,RAGAB S H,ABD ELBAKYA,et al.Frequency of Firmicutes and Bacteroidetes in gut mi-crobiota in obese and normal weight Egyptian children and adultsJ.Arch Med Sci,2011,7(3):501-507.18TURNBAUGH P J,BACKHED F,FULTON L,et al.Diet-induced obesity is linked to marked but reversible altera-tions in the mouse distal gut microbiome J.Cell Host Mi-crobe,2008,3(4):213-223.19 RIZZATTI G,LOPETUSO L R,GIBINO G,et al.Proteobacteria:a common factor in human diseases J.Biomed烟台大学学报（自然科学与工程版）Res Int,2017,2017:9351507.20RODRICUEZ-PALACIOS A,COMINELLI F.Myeloper-oxidases and Proteobacteria:reliable interspecies biomarkers toidentify and monitor pro-inflammatory diets in humans J.In-flamm Bowel Dis,2019,25(2):el-e2.21SAULNIER D M,RIEHLE K,MISTRETTA T-A,et al.Gastrointestinal microbiome signatures of pediatric patients withirritable bowel syndrome J.Gastroenterology,2011,141(5):1782-1791.22TAN J,MCKENZIE C,POTAMITIS M,et al.The roleof short-chain fatty acids in health and disease J.Adv Immu-nol,2014,121:91-119.23K A RL SSO NFH,T REM A RO L I V,NO O K A EWI,e tal.Gut metagenome in European women with normal,impairedand diabetic glucose control J.Nature,2013,498(7452):99-103.24JIAO N,BAKER S S,NUGENT C A,et al.Gut micro-biome may contribute to insulin resistance and systemic inflam-mation in obese rodents:a meta-analysis J.Physiol Genom-ics,2018,50(4):244-254.25 RYAN P M,PATTERSON E,CARAFA I,et al.Met-formin and dipeptidyl peptidase-4 inhibitor differentially modu-late the intestinal microbiota and plasma metabolome of metabol-ically dysfunctional miceJ.Can J Diabetes,2020,44(2):146-155.e2.26AMERICAN DIABETES ASSOCIATION.2.Classifica-tion and diagnosis of diabetes J.Diabetes Care,2017,40(Suppl 1):S11-S24.27CRESCENZO R,MAZZOLI A,DI LUCCIA B,et al.Dietary fructose causes defective insulin signalling and ceramideaccumulation in the liver that can be reversed by gut microbiotamodulationJ.Food Nutr Res,2017,61(1):1331657.28MAJIDZADEH M,FATAHI-BAFGHI M.Current taxon-omy of Rhodococcus species and their role in infections J.EurJ Clin Microbiol Infe