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第九章 实验内容
实验1 坐骨神经-腓肠肌标本的制备
【实验目的】
掌握制备坐骨神经-腓肠肌标本的操作技术，为此后有关的神经肌肉实验打下基础。
【实验原理】
蛙或两栖类动物的一些基本生命活动及生理功能与温血动物近似，而且其离体组织需要的生活条件非常简单，易于控制和掌握。因此在生理学实验中，坐骨神经-腓肠肌标本是研究神经肌肉生理最常用的对象，经常用来研究神经肌肉的兴奋性、刺激与反应的规律、肌肉收缩的特点、兴奋性的周期性变化等。
【实验器材和药品】
蛙类手术器械一套（金属探针1根，粗剪刀、眼科剪刀各1把，圆头镊子、眼科镊子各1把，玻璃分针2根），蛙板和玻璃板各1块，培养皿，滴管，废物缸、锌铜弓，丝线，棉花；任氏液。
【实验对象】
蟾蜍或蛙。
【实验方法和步骤】
1．破坏脑和脊髓（常用的有三种方法）
(1) 俯式捣毁法：是最常用的方法。以左手持蟾蜍，将其腹面朝向手心，前肢夹在食指和中指之间固定，后肢夹在无名指和小指之间固定，并用拇指按压蟾蜍头部使之下俯30~40度角；然后右手持金属探针沿蟾蜍头部的中线下划，可触及一凹陷处即为枕骨大孔（图9 lA）。将探针从枕骨大孔垂直刺入1~1.5mm，再向前刺入颅腔，左右搅动（可感觉到探针与颅骨壁的碰击），破坏脑组织；再将探针退回至进针处，但不拔出而是转向后方刺入椎管，破坏脊髓。
(2) 仰式捣毁法：将蟾蜍仰卧于蛙板上，拉开下颌，右手持探针在颅底两眼之间向前下刺入颅腔，用探针在颅腔内向四周捣毁脑组织，然后将探针退至粘膜下，针尖向后平行刺入椎管内以破坏脊髓。
(3) 横断脊柱后捣毁法：左手持蟾蜍，右手持粗剪刀，在两腋窝稍下横断脊柱，然后在脊柱呈白色的脊髓断面处，向上插入探针破坏脑，再向下插入探针破坏脊髓。
以上方法破坏脑和脊髓成功后，蟾蜍出现四肢（尤其是后肢）瘫软，并常有尿失禁现象。
2．剪去躯干上部及内脏 用粗剪刀在两侧腋部稍下（或在骶髂关节以上1.5 ~ 2cm处）剪断脊柱（图9 1B），用左手握住蟾蜍后肢，拇指按压骶骨，使蟾蜍头部及内脏自然下垂；避开腰骶神经丛后，右手用粗剪刀沿脊柱两侧剪开腹壁，在耻骨联合处将躯干上部及内脏剪掉，弃入废物缸内。
3．剥皮 左手持大镊子夹住脊柱断端 (小心勿伤神经)，右手捏住脊柱断端的皮肤边缘，逐步向下剥去全部后肢皮肤（图9 – 1C）。将剥好的标本放置在盛有任氏液的培养皿中，或置于洁净的玻璃板上，滴加任氏液备用。然后洗手并清洗用过的手术器械。
图9 – l 坐骨神经 腓肠肌标本的制备
4．分离左右腿 用圆头镊子夹住脊柱并提起，避开坐骨神经，用粗剪刀剪去向上突出的骶骨，沿脊柱正中线将脊柱从上向下分成两半，再从耻骨联合中央剪开（注意：剪开时应避免剪刀走“S”形，以保证坐骨神经的完整），将已分离的两腿浸入任氏液备用。亦可在游离大腿部位的坐骨神经后再分离两腿。
5．游离坐骨神经 取蟾蜍腿一条，用玻璃分针在大腿背面内侧沿坐骨神经沟（股二头肌与半膜肌之间）分离肌肉，暴露坐骨神经（图9 – 1D）。向上将梨状肌及其附近的结缔组织剪断，然后用玻璃分针沿脊柱自上而下轻柔游离坐骨神经腹腔部（坐骨神经呈亮白色束状），用眼科剪刀剪断神经的所有分支，在近脊柱处穿线结扎，从脊柱根部将坐骨神经剪断。也可以不结扎、不剪断神经，而保留一小块与神经相连的脊柱（约0.5cm×0.5cm左右），供握持神经用（图9 – 1D）。
6．游离股骨 将游离的坐骨神经轻轻搭在腓肠肌上，切断膝关节周围的大腿部肌肉，把股骨刮干净，然后剪去股骨小头并保留余下的股骨（约1~1.5cm），以便在固定神经肌肉标本时使用。
7．完成标本 用眼科镊子（或小剪刀）在跟健下方穿一洞，向上游离腓肠肌至膝关节处。穿线结扎腓肠肌跟健，左手提线，在结扎线远端剪断跟健。将膝关节以下的小腿其余部分全部剪去。以上过程应注意避免损伤神经，并随时滴加任氏液。至此即完成一个坐骨神经-腓肠肌标本（图9 2）的制备。
图9 2 坐骨神经 腓肠肌标本
8．检查标本的兴奋性：用被任氏液浸湿的锌铜弓接触坐骨神经，如腓肠肌迅速收缩，则表示标本的兴奋性良好，可供有关神经肌肉生理实验用。
【实验要求与注意事项】
1．熟悉蟾蜍手术器械的使用方法，了解蟾蜍腿部的局部解剖及坐骨神经的走行。
2．避免损伤蟾蜍背部的腺体（尤其是眼后的大腺体），防止其分泌物溅入眼内或污染标本。
3．勿剪破蟾蜍内脏，并及时清洗手及用过的器械；已剥去皮肤的组织应避免接触蟾蜍皮肤或其他不洁物；以防标本被污染。
4．游离神经、肌肉时不可过度牵拉，应避免用手指、金属器械接触或夹持标本的神经肌肉部分，更不能用自来水冲洗标本。
5．制备过程中应经常向标本上滴任氏液，防止神经因干燥而失去正常兴奋性。标本制成后须放在任氏液中浸泡数分钟，使标本兴奋性稳定。
6．移动制备好的标本时，先将游离的神经搭在腓肠肌上，再用双手分别提拿跟键和股骨断端，防止神经受力过重。
【分析与思考】
1．通过制备坐骨神经-腓肠肌标本，你对生理学实验有何感想?
2．损毁脑和脊髓后的蟾蜍有何表现？若破坏脊髓不彻底，蟾蜍的四肢会有什么表现？为什么？
3．为什么在本实验中应经常给标本滴加任氏液？
4．锌铜弓为何能用来检查标本的兴奋性？若无锌铜弓，能否用其他方法来检查标本的兴奋性？
实验2 神经干动作电位的引导及其与刺激强度的关系
【实验目的】
学习神经干动作电位的记录方法，观察复合动作电位的波形、潜伏期、时程、幅值及其与刺激强度之间的关系，加深对生物电现象的理解，并初步掌握电生理实验的方法。
【实验原理】
神经组织是可兴奋组织，其生物电的表现形式主要有两种：一种是安静时的静息电位和受刺激时产生的动作电位。动作电位可沿神经纤维传导。将两个引导电极分别置于正常完整的神经干表面，神经干一端兴奋时，兴奋向另一端传播并依次通过两个记录电极，可记录到两个方向相反的电位偏转波形，称为双相动作电位。若两个引导电极之间的神经组织有损伤，动作电位只能到达第一个引导电极，而不能传导至第二个引导电极，此时只能记录到一个方向的电位偏转波形，称为单相动作电位。这种由许多神经纤维动作电位综合而成的复合电位，其电位幅度在一定范围内可随刺激强度的变化而变化。这一特点是和单条神经纤维的动作电位不同的。这是因为坐骨神经中包含许多种类的神经纤维成分，它们的兴奋阈值和传导速度等特点各不相同。所以，当刺激强度在一定范围内变化时，因参与兴奋的神经纤维的数目不同和其传导速度不同，会使复合动作电位的幅度和形状发生相应变化；当神经干因逐渐分支而变细时，复合动作电位的幅度也随之变小。
【实验器材和药品】
BL 410生物机能实验系统（或双线示波器、电子刺激器、前置放大器），神经标本屏蔽盒，蛙类手术器械一套，蛙板，玻璃板，废物缸，培养皿，滴管，棉花，线；任氏液。
【实验对象】
蟾蜍或蛙。
【实验方法和步骤】
1．制备坐骨神经干标本 标本制备的前几步同坐骨神经-腓肠肌标本的制备（破坏蟾蜍的脑和脊髓、剪除躯干上部及内脏、剥皮、分离左右腿、游离坐骨神经）。坐骨神经在腘窝上方分为两支：胫神经走行表浅，位于腓肠肌内侧；而腓神经走行较深，位于腓肠肌外侧。若仅分离胫神经，则称为坐骨神经胫神经标本；若仅分离腓神经，则称为坐骨神经腓神经标本；若两者均分离，则称为坐骨神经胫神经腓神经标本。标本制备好后，浸入任氏液中10~15分钟备用。
2．连接实验装置 将BL 410生物机能实验系统和神经标本屏蔽盒连接好（或将双线示波器、电子刺激器、前置放大器连接好，调节其参数）。将标本置于神经标本屏蔽盒内的电极上，盖好盒盖。见图9-3。
图9 3 神经干动作电位引导装置
3．仪器调试 打开计算机，进入BL 410生物机能实验系统操作界面，点击实验项目→肌肉神经实验→神经干动作电位的引导→设置各项参数→确定。
4．观察项目
(1) 在显示屏上得到一稳定的双相动作电位，观察其波形。若将两引导电极A、B对调，观察动作电位的波形有何变化？若用同样粗细长短的湿棉线代替神经干，动作电位是否出现？再换成原神经干标本结果如何？
(2) 改变刺激极性（对调两刺激电极）刺激伪迹的波形有何变化？
(3) 移动B引导电极，使A、B之间的距离加大，双相动作电位第二个波的形状有无改变？为什么？
(4) 在A、B两引导电极之间用小镊子夹伤神经干（注意不可夹断），在其他条件不变的情况下，观察动作电位的波形有无变化，是否由双相变为单相？
(5) 将刺激强度调零，然后逐渐增加强度，观察动作电位的幅值与刺激强度之间的关系，同时注意刺激伪迹与刺激强度之间的关系，并注意动作电位的波形有什么变化。
【实验要求与注意事项】
1．制备标本时应仔细去除附着在神经干上的结缔组织和血管，不可过度牵拉。
2．不可向神经标本屏蔽盒内直接滴加任氏液，电极间不可有任氏液存在，以防短路。可将湿的滤纸置于盒底，以防盒内干燥。
3．应将神经拉直后搭在电极上，不可折叠，也不可碰到屏蔽盒的壁上。
4．神经标本屏蔽盒用毕应清洗擦干，防止电极生锈。
【分析与思考】
1． 神经干复合动作电位的形状与细胞内记录的神经纤维的动作电位有何区别与联系?
2． 通常记录到的双相动作电位的第一相和第二相为何在波形、幅值上不对称？在什么情况下可记录到对称的双相动作电位？在什么情况下可记录到单相动作电位？
3．在一定范围内，神经干动作电位的幅度为何随刺激强度的增大而增大？这与动作电位的“全或无”规律是否矛盾？
4．何为刺激伪迹？在实验中如何辨别刺激伪迹与动作电位？用什么方法可减小刺激伪迹?
5．能否设计一个实验，来验证神经纤维兴奋传导的双向性、相对不疲劳性和生理完整性？
实验3 神经干动作电位不应期和传导速度的测定
【实验目的】
学习神经干动作电位传导速度的测定方法，观测神经在发生一次兴奋后的兴奋性变化，并测定其不应期。
【实验原理】
可兴奋组织（神经、肌肉和腺体）在接受刺激后产生兴奋的能力称为兴奋性。当组织兴奋时，由于膜电位发生了一系列的变化，它的兴奋性也发生相应的变化，分为绝对不应期、相对不应期、超常期和低常期。调节双脉冲刺激之间的间距，可对其不应期进行测定。神经兴奋的标志是产生动作电位，其传播速度与神经纤维的粗细、有无髓鞘及环境温度等因素有关，通过测量神经冲动经过的路程和所需要的时间，可知兴奋传导速度的快慢。
【实验器材和药品】
BL 410生物机能实验系统（或双线示波器、电子刺激器、前置放大器），神经标本屏蔽盒，蛙类手术器械一套，蛙板，玻璃板，废物缸，培养皿，滴管，棉花，线；任氏液。
【实验对象】
蟾蜍或蛙。
【实验方法和步骤】
1．制备坐骨神经干标本 制备方法同实验2“神经干动作电位的引导”实验，标本制备好后放置于盛有任氏液的培养皿中备用。
2．连接实验装置 将BL 410生物机能实验系统和神经标本屏蔽盒连接好（或将双线示波器、电子刺激器、前置放大器连接好，调节其参数）。将标本置于神经标本屏蔽盒内的电极上，盖好盒盖。
3．仪器调试 打开计算机，进入BL 410生物机能实验系统操作界面，点击实验项目→肌肉神经实验→神经干兴奋性不应期测定（神经干兴奋传导速度测定）→设置各项参数→确定。
4．观察项目
(1) 观察神经干的不应期：选择双刺激，并逐步调节双刺激的间隔，可观察神经干的不应期。
(2) 测定传导速度：用两个通道同时记录时，可较准确的测定动作电位传导的速度。
(3) 通过相应的按键完成测量、存盘、打印等操作。
【实验要求与注意事项】
1．制备标本时应仔细去除附着在神经干上的结缔组织和血管，但不可过度牵拉标本。
2．刺激电极与引导电极尽可能远些，并接好地线，调节刺激波宽，以防止刺激伪迹与动作电位融合而影响测量。
3．神经标本屏蔽盒用毕应清洗擦干，防止电极生锈。
【分析与思考】
1．本实验测得的不应期、传导速度与单根神经纤维是否一样？为什么？
2．不同组织的不应期是否相同，有何意义？
3．若坐骨神经标本足够长，增大刺激电极与引导电极之间的距离，动作电位的波形将有何变化？为什么？
4．仅用一对引导电极能否测定传导速度，应注意什么？
实验4 骨骼肌的单收缩和复合收缩
【实验目的】
观察刺激强度与骨骼肌收缩力量的关系及刺激频率对骨骼肌收缩形式的影响，了解单收缩、复合收缩的产生机制及其意义。
【实验原理】
肌肉组织具有兴奋性，受到刺激后会发生反应，表现为肌肉收缩。当刺激坐骨神经-腓肠肌标本时，在一定范围内，随着刺激强度的增大，参与兴奋的神经纤维和骨骼肌纤维的数目随之增多，骨骼肌的收缩力量也随之增强。改变刺激频率，肌肉可出现不同形式的收缩反应。肌肉受到一次刺激，爆发一次动作电位，引起一次收缩，称为单收缩。其全过程可分为潜伏期、缩短期和舒张期三个时期。单收缩是骨骼肌其他收缩形式的基础。当给予骨骼肌两个以上相继有效的刺激时，肌肉将出现连续的收缩。改变刺激频率，即可使肌肉出现不同形式的收缩反应。如果刺激频率较低，刺激间隔时间大于肌肉单收缩的持续时间，肌肉的反应表现为一连串的单收缩；若逐渐增加刺激频率，使刺激间隔时间逐步缩短，使后一次的收缩反应落在前一收缩的舒张期内，则引起锯齿状的不完全强直收缩；若继续增加刺激频率，使后一次收缩反应落在前一收缩的缩短期内，则出现收缩曲线呈平滑的完全强直收缩。这种肌肉收缩波形的部分或全部重合，又称为复合收缩。所以，有效刺激的频率决定了肌肉收缩的形式。在正常机体内骨骼肌的收缩几乎全是强直收缩。
【实验器材和药品】
BL – 410生物机能实验系统，张力换能器，蛙类手术器械一套，蛙板，玻璃板，培养皿，滴管，线，棉花，肌动器，铁支架；任氏液。
【实验对象】
蟾蜍。
【实验方法和步骤】
(1) 标本制备与安放 有以下两种不同的方法。
①按实验1的方法制备出坐骨神经 腓肠肌标本，并在任氏液中浸泡10~15分钟。
然后将标本的股骨固定在肌动器上，腓肠肌跟腱用线扎紧并与换能器相连，须注意让肌肉处在自然长度；将坐骨神经轻放在肌动器电极上，并注意保持局部湿润。
②直接将破坏了脑和脊髓的蟾蜍四肢伸开，用图钉或蛙腿夹俯卧固定在蛙板上，在小腿腓肠肌上做皮肤切口，游离腓肠肌，结扎跟腱，将结扎线留长备用；提起结扎线，从结扎线的远端剪断肌腱。
将固定并游离好腓肠肌的蟾蜍直接放在张力换能器下，用腓肠肌跟腱结扎线与张力换能器相连，注意不要牵拉过紧，使肌肉处于自然长度；将刺激电极直接安放在腓肠肌上。
2．仪器调试 打开计算机，进入BL – 410生物机能实验系统操作界面，点击实验项目→肌肉神经实验→刺激频率与反应的关系→设置各项参数→经典实验。
4．观察项目
① 刺激强度与反应的关系：程控调整电刺激强度，由小到大对标本施加有效手控刺激，可记录到一组幅度逐渐增大的单收缩曲线，并由此确定最大刺激的强度。
② 刺激频率与反应的关系：程控连续最大刺激，由低到高调节刺激频率，即记录出单收缩、不完全强直收缩、完全强直收缩曲线（图9 – 4）。
图9 – 4 刺激频率与骨骼肌收缩形式的关系
1．单收缩 2．不完全强直收缩 3．完全强直收缩
【实验要求与注意事项】
1．实验过程中经常用任氏液湿润标本，以保持标本的兴奋性良好，但要注意两刺激电极间不要留存液体，以免短路。
2．固定标本时，肌肉要保持自然长度。
3．为防止标本疲劳，每次刺激后应让肌肉短暂休息（20 ~30秒），而且每次连续刺激一般不超过5秒。
【分析与思考】
1．什么是阈下刺激、阈刺激、阈上刺激和最大刺激？为什么在阈刺激和最大刺激之间，肌肉收缩幅度随刺激强度的增加而增加？
2．不完全强直收缩和完全强直收缩分别是如何形成的？
3．记录肌肉的复合收缩时，若同时记录肌肉的动作电位，动作电位是否会融合？为什么？
4．从刺激神经开始，到肌肉产生收缩，标本发生了哪些生理变化？按顺序描述其发生的过程和机制。
实验5 反射弧的分析与反射时的测定
【实验目的】
观察某些脊髓反射，学习测定反射时的方法，分析反射弧组成部分的功能及其完整性与反射活动之间的关系。
【实验原理】
在中枢神经系统参与下，机体对刺激产生的规律性反应称为反射。反射过程中生物信号经反射弧传递需要一定时间，从刺激开始至反射出现所需的时间为反射时，即兴奋通过反射弧而引起外周效应所需要的时间。反射时可通过简单的方法初步测定。同时，反射只有在反射弧结构和功能完整的基础上才能进行，若组成反射弧的感受器、传入神经、神经中枢、传出神经和效应器五部分中的任何一部分受到破坏，反射均不会发生。
【实验器材和药品】
BL 410生物机能实验系统，蛙类手术器械一套，蛙板，玻璃板，铁支架，肌夹，双凹夹，刺激电极，培养皿，滴管，线，干棉球，秒表；任氏液，0.5﹪稀硫酸。
【实验对象】
蟾蜍。
【实验方法和步骤】
1．制备脊蟾蜍 取蟾蜍一只，用纱布裹紧蟾蜍的上下肢和躯干，露出头部。用剪刀开口的一侧伸入蟾蜍口裂根部，另一侧置于背部，齐鼓膜后缘剪去动物的头部，保留下颌和脊髓，即成脊蟾蜍。用棉球作创口止血。
2．固定 用肌夹固定蟾蜍下领，将其悬挂在铁支架上。（图9-6）
图9 6 反射弧分析的装置
3．仪器调试 打开计算机，进入BL 410生物机能实验系统操作界面，选择输入信号→1通道→肌电信号。调整刺激参数为：波宽1ms，强度3~6V， 频率50~70Hz，连续单刺激。
4．观察项目
(1) 反射时测定：将蟾蜍右下肢的趾尖浸入稀硫酸液中，同时开动秒表记录从浸入至肢体反射的时间。反射发生后用清水反复洗去皮肤上的稀硫酸，用棉球擦去清水。重复测定三次，求时间平均值，此值即为反射时。
(2) 反射弧的分析：①在右下踝关节上方作一环行皮肤切口，将趾部皮肤剥去，再用硫酸分别刺激左右两侧趾尖，观察两侧肢体各有何反应。②剪开左侧大腿内侧皮肤，在股二头肌和半膜肌之间找出坐骨神经，游离1cm后做双结扎，并在两结扎线中间剪断神经，再用稀硫酸刺激该侧脚趾，观察反应如何。③启动BL 410生物机能实验系统的电刺激器，以重复电刺激坐骨神经中枢端观察同侧和对侧肢体的反应有何不同。④用金属探针破坏脊髓后，重复步骤③，观察反应。⑤重复电刺激坐骨神经外周端，观察同侧反应。⑥直接电刺激左侧腓肠肌，观察反应如何。
【实验要求与注意事项】
1．剥掉趾部皮肤时，一定注意趾尖不要残留皮肤，否则，刺激仍能引起反射。
2．每次用稀硫酸刺激时，足趾浸入硫酸中的面积应相同；每次刺激后，应迅速用清水冲洗并用棉球擦干。
3．浸入稀硫酸的部位应限于趾尖，勿浸入太多。
【分析与思考】
1． 反射弧由哪几部分组成？分别起什么作用？
2．反射的生理意义及种类有哪些？
3．反射时的长短与哪些体内外因素有关？
实验6 出血时间、凝血时间的测定
【实验目的】
学习出血时间、凝血时间的测定方法，了解其临床意义。
【实验原理】
用小针刺破耳垂或指尖使血液自然流出，测定出血延续的时间，称为出血时间。凝血时间是指血液流出体外至血液凝固所需要的时间。当皮肤毛细血管和小血管受损伤时，受伤的血管立即发生收缩，局部血流速度减慢，血小板粘附在破损的血管处，同时血小板释放出5-羟色胺、ADP等血管活性物质，促使毛细血管发生广泛而持久的收缩，局部迅速出现止血栓，有效堵住伤口，使出血停止。因此出血时间主要反映毛细血管及血小板的功能；凝血时间只反映血液本身的凝固过程是否正常。正常人出血时间为1~3分钟，出血时间延长常见于血小板数量减少或毛细血管功能缺损等情况；正常人采用玻片法测定的凝血时间为2~5分钟，凝血时间延长常见于凝血因子缺乏或异常的疾病。
【实验器材和药品】
采血针，大头针，滤纸条，秒表，玻片，消毒棉球；75%酒精。
【实验对象】
人。
【实验方法和步骤】
1．用75%酒精棉球消毒指端或耳垂皮肤，待酒精自然挥发后，再用消毒采血针（或一次性采血针）刺入皮肤2~3mm深，让血液自然流出，勿用手挤压，自血液流出起计算时间。
2．把第一滴血置于玻片上，每隔半分钟用大头针针尖挑血一次，直到挑起长5mm以上较细的纤维状血丝，即表示开始凝血。自开始流血到挑起纤维状血丝的时间为凝血时间。
3．自血液流出后每隔半分钟用滤纸条吸干流出的血液一次，注意不可触及皮肤，直到血流停止。准确记录时间。从血液流出到血流停止的时间即为出血时间。
【实验要求与注意事项】
1．复习有关生理性止血机制、凝血因子和凝血过程的理论内容。
2．严格消毒皮肤和采血针。最好使用一次性采血针，一人一针，不能混用。
3．若出血时间超过15分钟，应停止测定，即行止血。
4．挑动血液时应按一定方向，勿多方向挑动，以免影响血液凝固；挑血不可间隔时间过短，每隔半分钟为宜。
【分析与思考】
1．试述生理性止血的机制及影响出血时间的因素。
2．试述血液凝固过程及影响凝血时间的因素。
3．出血时间长的患者凝血时间是否一定延长。
实验7 血液凝固及其影响因素
【实验目的】
通过测定不同条件下的血液凝固时间，了解血液凝固的基本过程及加速和延缓血液凝固的因素。
【实验原理】
血液由流体状态变为不能流动的胶冻状凝块的过程称为血液凝固。血液凝固是由许多凝血因子参与的一系列顺序发生的酶促反应过程。其最终结果是血浆中的纤维蛋白原变成纤维蛋白。血液凝固的基本过程分为三步：
(1) 凝血酶原激活物的形成；
(2) 凝血酶原被激活生成凝血酶；
(3) 纤维蛋白原转变为纤维蛋白及其多聚体。
根据凝血过程是否有血液以外的凝血因子参与，可将血液凝固分为内源性凝血和外源性凝血两条途径。内源性凝血是指参与凝血过程的全部因子都存在于血浆中，由Ⅻ因子与异面接触后启动；而外源性凝血是指始动凝血的组织因子（Ⅲ）来自组织，故又称凝血的组织因子途径，凝血时间较前者短。二者主要区别在于凝血酶原激活物形成的过程不同。
【实验器材和药品】
哺乳类手术器械一套，静脉插管，动脉夹，20ml注射器1支，8号注射针头1个，小烧杯两个，小试管刷一个，小试管11个，秒表，恒温水箱，1ml吸管6支，吸球，冰块若干，棉花；石蜡油，肝素8U（置于小试管内），草酸钾1~ 2mg（置于小试管内），20﹪氨基甲酸乙酯，富血小板血浆（备注1），少血小板血浆（备注2），肺组织液（备注3），0.025mol/L CaCl2溶液（制作方法：取2.8g CaCl2溶于1000ml蒸馏水内，然后过滤），生理盐水，凝血酶溶液（备注4）。
【实验对象】
家兔。
【实验方法和步骤】
1．前期准备 按备注中的方法提前制备好富血小板血浆、少血小板血浆、肺组织液、凝血酶溶液，置4℃低温储存备用。
2．试管准备 取7支干洁的小试管，编号后按表10-2 的顺序准备不同的实验条件，放于试管架上。
3．动物准备 家兔称重后，以20﹪氨基甲酸乙酯溶液（1g/kg体重）经耳缘静脉缓慢注入，动物麻醉后，仰卧位固定于手术台上。剪去颈前部被毛，颈部正中切口，分离一侧颈总动脉，用动脉夹阻断血流，在动脉下穿两根丝线，远心端结扎，近心端打一活结备用。在两线之间用眼科剪刀向心脏方向剪一斜口，插入静脉插管，扎紧固定，备放血用。
3．观察项目
(1) 加速和延缓血液凝固的因素 打开动脉夹从静脉插管分别向7支试管中各放血2ml，摇匀，记录时间。每隔30秒用拇指堵住管口倾斜试管一次，观察血液凝固是否发生，并将凝血时间填入表10-2内。
表10 2 影响血液凝固的因素
实 验 条 件
凝 血 时 间
机 制
空白对照
棉花少许
石蜡油润滑试管内表面
置于37℃恒温水箱中
放在0℃冰浴烧杯中
加入肝素8U（摇匀）
加入草酸钾1~2mg（摇匀）
(2) 观察纤维蛋白原在凝血过程中的作用 打开静脉插管上的夹子，将兔血放入小烧杯内，同时用试管刷搅拌。2 ~ 3分钟后取出试管刷，用水冲洗。观察洗净的试管刷上的丝状纤维蛋白。去除纤维蛋白后的血液是否还会发生凝固?
(3) 观察内源性与外源性凝血过程 取干洁小试管3个，编号，按表10-3分别加入试剂，最后同时加入0.025mol／L CaCl2溶液，摇匀。每隔30秒倾斜试管一次，分别记录三个试管的血液凝固时间并填入表10-3。比较三个试管中血液凝固时间的差异，说明第二管和第三管的凝血时间产生差别的原因。比较第一管和第二管的凝血时间，说明血小板在凝血过程中所起的作用。
表10 3 内源性及外源性凝血的观察
第一管
第二管
第三管
富血小板血浆
0.2ml
少血小板血浆
0.2ml
0.2ml
生理盐水
0.2ml
0.2ml
肺组织液
0.2ml
0.025mol/L CaCl2溶液
0.2ml
0.2ml
0.2ml
血浆凝固时间
(4) 凝血酶凝固时间的测定 取少血小板血浆0.2ml，加入凝血酶溶液0.2ml，摇匀后置于37℃恒温水箱中，立即开始记录时间。每隔5秒倾斜试管一次，密切观察并记录凝血时间。说明凝血酶在凝血中的作用。
【实验要求与注意事项】
1．按要求的顺序加入试剂，加样后摇匀。仔细观察结果，认真记录凝血时间。
2．同一观察项目内的各试管应保持基本条件（试管口径、血量、温度等）相一致。不要人为地手握加温或反复摇动，以防外部条件影响实验结果。
3．勿过多震动或过频地倾斜试管，否则会延长凝血时间。
【分析与思考】
1．表10 3中，哪一管凝固发生的最快？为什么？
2．外源性凝血和内源性凝血有什么区别？
3．正常生理状况下，体内有没有凝血发生？请加以说明。
备注：
1．富血小板血浆的制备 取0.1M柠檬酸钠抗凝全血（1份抗凝剂加9份静脉血），以1000r/分钟，离心10分钟，取上层血浆。
2．少血小板血浆的制备 取上述同样抗凝血以4000r/分钟，离心30分钟，取上层血浆。
3．肺组织液的制备 取新鲜兔肺，剪成小块研磨成糊。加2~3倍体积的生理盐水，摇匀。静置6小时以上，离心，取其上清液。
4．凝血酶溶液的制备 取新鲜血浆100ml，加蒸馏水至1000ml，将2%醋酸溶液8.5ml加入稀释的血浆中，使其pH约在5.3左右。此时产生白色混浊，离心后弃掉上清液。用25ml 生理盐水溶解沉淀物，加入2% Na2CO3 0.25ml，使其pH在7左右，再加0.25M CaCl23ml，用玻璃棒将凝结的纤维蛋白搅去，剩下的溶液即为凝血酶溶液。
实验8 ABO血型鉴定与交叉配血试验
【实验目的】
学习ABO血型的鉴定方法，观察红细胞的凝集现象。掌握ABO血型鉴定的原理，了解交叉配血试验的方法，认识血型鉴定和交叉配血试验在临床输血中的重要性。
【实验原理】
血型是血细胞膜上特异凝集原的类型。在ABO血型系统中，根据红细胞膜上所含凝集原（A、B凝集原）的种类和有无，将血型分为A型、B型、AB型、O型四种类型。在人类血清中含有与上述凝集原相对应的天然凝集素（抗A、抗B凝集素）。当凝集原与其相对应的凝集素相遇时将发生红细胞凝集反应，既红细胞彼此聚集在一起，成为肉眼可见的细胞团。因此，将受试者的红细胞分别加入已知的标准A型血清（含抗B凝集素）与标准B型血清（含抗A凝集素）中，观察有无凝集现象，即可判定红细胞膜上有无A或（和）B凝集原，从而鉴定受试者的血型。
输血时，血型确定后，尚需进行交叉配血试验，以确保输血安全。交叉配血是将受血者的红细胞与血清分别同供血者的血清与红细胞混和，观察有无凝集现象。当配血相合时，方可进行输血。
【实验器材和药品】
消毒注射器，一次性采血针，玻棒，双凹玻片，试管，显微镜，离心机，棉球；标准A型和B型血清，75﹪酒精，2﹪碘酒，生理盐水。
【实验对象】
人。
【实验方法和步骤】
1．ABO血型鉴定（玻片法）
(1)将已知的标准A型、B型血清各一滴分别滴入双凹玻片的两凹中，注明A、B。
(2)用2﹪碘酒、75﹪酒精棉球依次消毒耳垂或指端皮肤，以消毒采血针刺破皮肤。弃去第一滴血，然后用洁净玻棒的一端蘸血并与A型血清相混匀，再用玻棒另一端蘸血与B型血清相混匀。
(3)10分钟后观察有无凝集现象。如无凝集现象，再分别用玻棒混匀，半小时后观察以谨慎判定血型（图10-1）。
图10 1 ABO血型的玻片检查法
2．交叉配血试验（玻片法）
(1) 用2﹪碘酒、75﹪酒精消毒受血者肘部皮肤后，用干燥、消毒的注射器从肘正中静脉取血2ml，取其1~2滴加入装有2ml生理盐水的小试管中制成红细胞悬液；剩余血液装入另一小试管中，自凝，离心析出血清备用。
(2) 同样方法制成供血者的红细胞悬液和血清。
(3)取双凹玻片一只，一侧加入一滴受血者血清，另一侧加入一滴受血者红细胞悬液。然后将供血者的红细胞悬液与受血者血清混匀（主侧），将供血者的血清与受血者的红细胞悬液混匀（次侧）。15分钟后观察两侧有无凝集现象（图10 2）。
(4)结果判定： ①双侧均无凝集反应，即为配血相合，可以进行输血。②如主侧有凝集反应则为配血不合，不能输血。③如果主侧无凝集反应，而次侧有凝集反应，只能在紧急情况下输血，并掌握少量、缓慢的原则，注意密切观察，一旦发生输血反应要立即停止输血。
图10 2 交叉配血试验示意图
【实验要求和注意事项】
1．标准A型血清和B型血清绝对不能相混。标准血清存放时间不宜太长。
2．最好使用一次性采血针和注射器，一人一针，不能混用。
3．肉眼看不清凝集现象时，应在显微镜下观察。
4．制备红细胞悬液不宜太浓，否则易发生红细胞叠连而聚集。
【分析与思考】
1．试述ABO血型分型的依据及其与输血的关系。
2．交叉配血试验有什么重要意义？
3．红细胞凝集现象与红细胞叠连、血液凝固有何本质的区别？
4．哪些方面可影响本实验的准确性？
实验9 蟾蜍心脏起搏点的观察
【实验目的】
观察蟾蜍心脏起搏点、心脏各部分活动顺序及心脏不同部位自律性的高低。
【实验原理】
心脏活动具有自律性，但各部分的自律性高低不同。窦房结的自律性最高。其每次兴奋依次激动心房、心室，引起心脏各部分的顺序活动。正常生理情况下窦房结为心脏的正常起搏点，其他部位的自律细胞称为潜在起搏点，当窦房结的兴奋传导受阻时，潜在起搏点可取代窦房结引发心房或心室活动。两栖类动物的心脏起搏点称静脉窦。
【实验器材和药品】
蛙类手术器械一套，蛙板，玻璃板，蛙腿夹，滴管，细线，秒表；任氏液。
【实验对象】
蟾蜍。
【实验方法和步骤】
1．动物手术准备 用金属探针破坏蟾蜍脑和脊髓后，使其仰卧于蛙板上。用镊子提起剑突处皮肤，用粗剪刀剪一小口，由切口处向上呈“V”形剪开胸骨表面皮肤，提起剑突，将粗剪刀伸入胸腔内，紧贴胸壁（避免损伤心脏和血管）沿中线剪开胸骨，将两前肢向外拉开用蛙腿夹固定，尽量打开胸腔。用眼科镊子提起心包膜，并用眼科剪刀仔细剪开心包，暴露出心脏。
2．识别蛙心结构 如图11 1，从心脏腹面识别静脉窦、心房、心室，然后用玻璃分针将心尖翻向头端，再从背面辨认。可见心房与静脉窦之间有一半月形白线，即窦房沟。用眼科镊子在主动脉干下穿线备用。
图11 1 蛙心解剖图
3．观察项目
(1)观察静脉窦、心房、心室跳动顺序，并计数它们的跳动频率。
(2)用玻璃分针将心尖翻向头端，将预先穿入的线沿窦房沟进行结扎（图11 – 2，A），阻断静脉窦和心房之间的兴奋传导（斯氏第一结扎），观察心房、静脉窦活动情况。
(3)待心房、心室恢复跳动后，分别计数静脉窦、心房、心室跳动频率。
(4)在心房、心室的交界处（房室沟）做斯氏第二结扎（图11 2，B），观察心房、心室活动变化情况。
图11 2 斯氏结扎的方法
待心室恢复跳动后，分别计数静脉窦、心房、心室跳动的频率，填入表11-1。
表11- 1 心脏各部分活动频率的观察
实验条件
静脉窦（次/min）
心房（次/min）
心室（次/min）
结扎前状态
斯氏第一结扎
斯氏第二结扎
【实验要求和注意事项】
1．复习心脏兴奋的发生与传播等理论知识。
2．手术过程要小心，避免出血。结扎应迅速、扎紧。
3．实验中经常滴加任氏液，使心脏保持湿润。
【分析与思考】
1．比较第一、第二斯氏结扎后心房、心室停搏时间的长短，并分析其原因。
2．第一斯氏结扎后和第二斯氏结扎后的心室搏动频率是否相同？为什么？
（李琳 ）
实验10 期前收缩和代偿间歇
【实验目的】
学习在体蛙心心跳曲线的记录方法，并通过期前收缩与代偿间歇的观察，验证心肌有效不应期特别长的特征。
【实验原理】
心肌每发生一次兴奋，其兴奋性会发生一系列的周期性变化。心肌兴奋后兴奋性变化的特点是其有效不应期特别长，约相当于机械收缩的整个收缩期和舒张早期。在此期中，任何强大的刺激均不能使之产生动作电位；在有效不应期之后，下一次窦房结的兴奋到达之前，受到一次“额外”的刺激，或窦房结以外传来“异常”兴奋，就可引起一次提前出现的收缩，称为期前收缩。期前收缩也有自己的有效不应期，如果正常窦房结的节律性兴奋正好落在心室期前收缩的有效不应期内，便不能引起心室的兴奋和收缩，出现一次兴奋“脱失”，需待下一次正常节律性兴奋到达时，才能恢复正常的节律性收缩。因此，在期前收缩之后就会出现一个较长的心室舒张期，称为代偿间歇。
【实验器材和药品】
BL 410生物机能实验系统，张力换能器，刺激电极，铁支架，双凹夹，蛙类手术器械一套，蛙板，蛙腿夹，蛙心夹，棉线，滴管；任氏液。
【实验对象】
蟾蜍。
【实验方法和步骤】
1．手术准备 用探针刺毁蟾蜍的脑和脊髓，将其仰卧在蛙板上。从剑突下向上呈“V”形剪开皮肤，提起剑突，将粗剪刀伸入胸腔内，紧贴胸壁（避免损伤心脏和血管）沿中线打开胸腔，剪掉胸骨。将两前肢向外拉开用蛙腿夹固定，尽量打开胸腔。用眼科镊子提起心包膜，并用眼科剪刀仔细剪开心包，暴露出心脏。
2．连接实验装置 将与张力换能器相连的蛙心夹在心室舒张期夹住心尖约1mm。将刺激电极接触心室（或将两极分别夹在前肢肌肉和蛙心夹上），并作图11 3的连接。
图11 3 记录在体蟾蜍心脏收缩的装置
3．仪器调试 打开计算机，进入BL 410生物机能实验系统操作界面，由菜单条实验项目→循环实验→期前收缩和代偿间歇。
4．观察项目
(1) 描记心脏正常收缩曲线。
(2) 用中等强度的单个阈上刺激，分别在心缩期的早、中、晚期各给予心室一次刺激，观察对心跳曲线的影响。
(3) 用同等强度的刺激，分别在心舒期的中、晚期各给予心室一次刺激，观察对心跳曲线的影响。
【实验要求和注意事项】
1．破坏蟾蜍的脑和脊髓要完全。
2．经常滴加任氏液，保持心脏湿润。
3．张力换能器与蛙心夹之间的连线应有一定的张力。
【分析与思考】
1．解释期前收缩和代偿间歇产生的原因。
2．心率过快或过慢时，对期前收缩及代偿间歇有何影响？为什么？
实验11 蟾蜍心脏灌流
【实验目的】
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