生理学实验指导.docx

目录实验一 手术器械、仪器的识用，急性动物手术基本操作 实验二 出凝血时间的测定，影响血液凝固因素的实验实验三 影响心血管活动因素的实验 实验四 影响呼吸活动因素的实验实验五 蟾蜍坐骨神经干动作电位的测定及低温对其的影响实验六 生理活动整体综合实验实验总论一、实验目标与要求通过实验使学生初步掌握生理学实验的一些基本操作技能，学会检查人体功能活动的一些测试方法，验证和巩固某些基本理论知识，培养认真、负责、严谨求实的态度和团结协作的良好作风，增强对事物进行观察、比较、分析和综合的能力。为此要求：1.实验前应仔细阅读实验指导，了解本次实验的目标、原理、步骤等，并复习有关理论知识。2.实验时要按照实验指导及教师的指示进行操作和观察，客观、及时地记录实验现象或结果，并联系讲授内容进行思考。3.实验后须及时整理实验记录，分析实验结果，按照规定格式书写实验报告，按时交负责教师评阅。二、实验报告书写要求因实验内容不同，可以填表、叙述等形式写出报告。书写要整洁，文字应简练、通顺。首先注明班级、组别、姓名、实验日期，写出实验题目、实验目标等项目，然后着重书写实验结果以及分析和讨论。并要求：1.实验结果必须凭自己观察，随时记录，如实填写。有曲线记录的，经必要注明后，剪贴在实验报告上。2.分析和结论实验结果的分析，是根据学过的理论知识对结果进行解释。如果出现非预期的结果时，应分析其可能的原因。实验结论，是从实验结果中归纳出概括性的判断，即本次实验所验证的理论概要。三、生理实验室规则1.须携带实验指导、记录本等文具准时进实验室，并穿戴实验衣帽。2.遵守学习纪律，保持实验室安静；严肃、认真、安全地进行实验，不做与本实验无关的事情。3.实验室的一切物品，未经教师许可，不得擅自取用或带出。4.各组应用的实验器材、物品，在使用前应查点清楚，不得随意与别组调换；如遇机件不灵或损坏时，应报告教师，以便及时修理或更换。5.节约水电及一切消耗性物品，爱护仪器和用具。损坏物品应赔偿。6.保持实验室整洁。公共器材和药品用毕后立即归还原处，动物尸体和废弃物应放到指定地点。7.实验完毕，应将实验器材、用品和实验台收拾干净，查点清楚，放还原处。各小组轮流搞好实验室的清洁卫生，关好窗户、水电，经教师检查无误后，方可离开。实验一（一）生理学实验常用仪器使用方法，手术器械的识用目的和原理：熟悉RM6240生物机能系统的组成、结构；掌握RM6240系统的功能；哺乳类动物手术器材识别、使用。实验对象：无实验器材和药品：蛙类手术器材一套，哺乳类动物手术器材一套，RM6240生理信号采集处理系统。实验步骤和项目：一、RM6240生理信号采集处理系统基础知识 1采用windows中文图形界面，操作简便易学，可使用鼠标，可将图形或实验数据导入Word、Excel中；2 系统功能更强大与灵活，可处理多种生理信号，具有实时显示、记录、分析、处理、打印等多种功能。3运行软件应先开外置仪器，然后再进入“实验系统”，否则系统无法进行“示波”或“记录”，只能对以前记录的波形进行分析。4系统工作的三个环境 示波环境：可以调节各种实验参数，不进行存盘； 记录环境：以临时文件形式将信号实时存储到硬盘； 分析环境：可对记录的波形进行测量、分析、编辑、打印。5包括菜单栏、工具栏、监视参数区、信号显示区、控制参数区。6菜单说明 文件 新建、打开、保存、打印模式设置 编辑 示波开始示波、开始记录、暂停记录、停止记录 分析标记查询、开始反演、鼠标捕捉、区域测量、取消标志线 实验系统预设了许多实验项目的参数，实验时只要选择相应的项目即可进行实验，或根据实际情况对参数稍加调整。 工具纵向缩放、横向缩放、浏览视图、网格切换、选项 查看 帮助7标记框标记方式选择、增加标记、删除标记、标记词组选择、打标记二、蛙类手术器材的识别、使用1剪刀：粗剪刀用于剪骨骼和皮肤等粗硬组织；手术剪用于剪肌肉、腱膜等一般软组织；眼科剪刀用于剪神经、血管、心包膜等细软组织。2镊子：手术镊用于牵提皮肤夹捏肌肉等组织；眼科镊用于夹捏细软组织。3探针：用于破坏脑和脊髓。4玻璃分针：用于分离神经、血管。5锌铜弓：用于对神经肌肉标本施加刺激，以检查其兴奋性。6蛙心夹：用于夹住心尖，另一端借缚线连于杠杆，以描记心脏舒缩。7蛙板和蛙钉：用蛙钉将蛙腿固定于一约20cm15cm的木板上。制备神经肌肉标本，应在清洁的玻璃板上操作，为此可在板中央嵌一玻璃板。三、哺乳类动物手术器材的识别、使用1手术刀：用于切开皮肤和器官。2剪刀：剪毛用粗剪刀；剪线及一般软组织用手术剪刀；剪破血管、输尿管以便插管时使用眼科剪刀。3镊子：圆头镊子用于夹捏组织和牵提切口处的皮肤；眼科镊子用于夹捏细软组织。4止血钳：用于提起皮肤切口、分离皮下组织和夹钳血管止血。蚊式止血钳适用于分离小血管及神经周围的结缔组织。5动脉夹：用于阻断动脉血流。6气管插管：急性动物实验时插入气管，以保证呼吸道通畅。7动脉插管：急性动物实验时插入动脉，另一端接水银检压计或血压换能器。8解剖台：固定动物，以便实验操作。有兔解剖台、狗解剖台。9注射器：用于注射各种药物和溶液。四、观看实验录象（二）急性动物实验手术操作一、静脉注入法麻醉选定注射的部位，拔去被毛，用手拍弹击注部位，用纱布浸温水或凡是林檫拭使静脉充盈。随后以左手向选端轻拉以固定皮肤及静脉。右手持注射器，以针与皮肤约呈3045度角方向进针，并顺血管平行方向深入约1。若针入血管，可见回血。此时放松静脉近心端的压迫，左手拇指和食指移至针头处以夹持固定静脉内的针头，右手推药应无阻力，也无漏出，即成功。注射完毕，用棉球压迫针孔，以免出血。兔耳缘静脉注射常无回血，但若针已进入血管内，可见针尖斜面进入血管，少量推进药物后，可观察到药物迅速顺血管流动，静脉由紫红色变成白色。动物麻醉适中的表现为：呼吸由不规则转变为规律性平稳地呼吸；角膜反射不明显，反应迟钝；肌肉松弛；皮肤夹捏反应消失。麻醉过浅或实验过程中动物逐渐醒来，出现挣扎，呼吸急促及鸣叫等反应时，应补注麻醉药，但一次不宜超过原剂量的1/5。二、切口与止血用哺乳动物进行实验时，在做皮肤切口之前，先预定切口部位并将其周围的被毛剪去，暴露手术视野皮肤。然后选好确切的切口部位和范围，必要时做出标志。切口的大小要适当，既要便于手术操作，又不过多地损伤组织器官。如切口过大容易使体温散失，污染的机会增加。切口时，手术者左手拇指外展，另外四指并拢将预定切口两侧的皮肤绷紧固定，右手持手术刀，以适当的力量，一刀全线切开皮肤和皮下组织，直至肌层表面。此时必须注意解剖学特点，以少切断神经血管为准则。若肌纤维行走方向与切口方向一致，可剪开肌膜，用手术刀柄、止血钳或手指将肌纤维钝性分离至所需长度，否则便需将肌肉横行切断或剪断。切口由外向内，应外大内小，以便于观察和止血。在手术过程中必须注意及时止血。否则动物出血过多会造成手术视野模糊，影响操作。出血的处理视破裂血管的大小而定。微血管渗血，可用温热盐水纱布轻轻按压止血（干纱布只用于吸血，不可用以揩擦组织，以防损伤组织和使血凝块脱落）；较大血管出血，需先用止血钳将出血点及其周围的小部分组织一并夹住，然后用线结扎；更大血管出血，或血管虽不很大，但出血点较多且比较集中（如肌肉的横断面），最好用针线缝过局部组织，进行贯穿结扎，以免结线松脱；大动脉破裂出血时，切不可用有齿的镊子或血管钳直接夹住管壁，而应先用纱布压住出血部位，吸干血后，小心打开纱布，观察出血点位置，迅速用手指捏住动脉破裂处，用动脉夹夹住血管近心端，再作进一步处理。在实验间歇期间，应将创口暂时闭合，并用温盐水纱布覆盖，以防组织干燥和体内热量散失。三、肌肉、神经与血管的分离分离肌肉时，应该用止血钳在整块肌肉与其他组织之间，顺着肌纤维方向，将肌肉一块块地进行分离。决不能在一块肌肉的肌纤维间任意穿插，若如此不仅很难将肌肉分离，而且容易损伤肌纤维引起出血。若必须将肌肉切断，应先用两把止血钳夹住肌肉（小块或薄片肌肉也可用两道丝线结扎），然后在两止血钳间切断肌肉。神经和血管都是比较娇嫩的组织，因此在剥离过程中要仔细耐心、动作轻柔。剥离较小的神经和血管，可用玻璃分针沿其走向进行分离，必要时可用眼科剪帮助分离周围的软组织。在剥离粗大的神经、血管时，应先用蚊式止血钳将神经或血管周围的结缔组织稍加分离，然后用大小适宜的止血钳将其从周围的结缔组织中游离出来。若遇坚硬的组织或神经小分支，可用眼科剪剪断，切勿强行牵拉，以免造成损伤。遇到小动脉分支，可用两条线在两端牢固结扎后，在中间剪断。游离段的长短，视需要而定。剥离神经血管切不可用带齿的镊子进行剥离，也不许用止血钳或镊子夹持，以免其结构或机能受损。在剥离神经或血管时，要特别注意保持局部的自然解剖位置，不要把结构关系弄乱。剥离完毕后，在神经或血管的下方穿以浸透生理盐水的缚线（根据需要穿一根或两根），以备刺激时提起或结扎之用。然后用浸以生理盐水的棉絮或纱布覆盖，以防组织干燥，或在创口内滴加适量温热（37左右）石蜡油，使神经浸泡其中。四、气管切开及插管术在哺乳类动物急性实验中，为了保持动物呼吸道的通畅，一般均要做气管切开手术。一方面切开气管和插入气管插管可使动物保持呼吸通畅，另一方面为实验要求做准备。 方法：令动物仰卧于手术台上，术前剪去其颈部的毛，在紧靠喉头下缘颈前正中线处切开皮肤（切口长短因动物不同而异，兔4cm左右，狗可稍长一些 ），用止血钳分离颈前正中的肌肉，小心游离出气管，注意止血钳不能插入过深以免损伤气管和其他小血管。也可以用两食指沿左右胸骨舌骨肌中缝轻轻向上下拉开，此时即可见到气管。在已暴露的气管下，分离一段气管与食管间的结缔组织，用镊子穿过一条较粗的缚线。然后在甲状软骨下12cm 处的两软骨环之间横向切开气管前壁，再用尖剪刀向气管下端朝肺方向作一个约0.5cm的纵切口，使整个切口呈“T”字形。若气管内有分泌物或血液，要用小棉球拭净，然后一手提起气管下的缚线，另一手将一口径适当的气管插管由切口向肺端插入气管腔内，用事先穿过的缚线结扎固定之。插入插管后须仔细检查，若管内有血液，必须拔出插管，经止血处理后再插入。五、静脉插管法在急性动物实验中，为了方便随时静脉内给药，常需进行静脉内插管。常用的静脉内插管为一软硬适中的无毒塑料管，一端插入静脉管腔，另一端套入大小匹配的注射针头，针头与注射器连接（注射器内最好吸入少量的抗凝剂，以防血液凝固）。插管前应先将注射器内的空气驱尽，塑料导管充满生理盐水。静脉导管的插入部位应按需要而定。以狗为例（常选用股静脉插管），操作前先剪去腹股沟三角区的长毛，沿血管走向作一个45cm长的皮肤切口，用小止血钳钝性分离肌肉和深筋膜，暴露出股神经和股血管，用蚊式止血钳将股静脉分离出一段，在其下方穿两条缚线 ，用其中一条将被游离的静脉远心端结扎，左手提起结扎线，右手持锐利眼科剪在结扎线头侧附近与血管成45 度角将静脉管壁剪一“V”形斜口，然后将充满生理盐水的塑料导管插入管腔内，再用另一根缚线结扎固定即可。实验二（一）出血时和凝血时测定目的和原理：学会测定出血时、凝血时的方法和记录测定结果并判定是否正常。出血时是指从伤口出血起至自行停止出血所需时间，实际是测量微小血管伤口封闭所需时间。出血时的长短与小血管的收缩，血小板的粘着、聚集、释放以及血小板血栓形成等有关。出血时测定，可检查止血过程是否正常。凝血时是指血液流出血管到出现纤维蛋白细丝所需时间，它反映有无凝血因子缺乏或减少。实验对象：人（自愿）实验器材和药品：采血针、75%酒精棉球、干棉球、秒表、滤纸条、玻片及大头针等。实验步骤和观察项目：1.出血时测定 以75%酒精棉球消毒耳垂或指端后，用消毒后的采血针刺入皮肤23mm深，让血自然流出，记下时间，每隔30秒钟用滤纸条轻触血液，吸干流出的血液，使滤纸上的血点依次排列，直到无血液流出为止，记下开始出血至停止出血的时间，或以滤纸条上血点数除以2即为出血时。正常人14min。2.凝血时测定 操作同上，刺破耳垂或指端，用玻片接下自然流出的第一滴血，记下时间，然后每隔30秒钟用针尖挑血一次，直至挑起细纤维血丝止。从开始流血到挑起细纤维血丝的时间为凝血时。此法正常人为28min。注意事项：1各种用具应严格消毒，采血针要做到一人一针，不能混用。2如出血时间超过15min，应停止实验，进行止血。3针刺耳垂或手指时，不宜太浅。如针刺深度不够，流血量太少，切勿挤压，应重新针刺。4测定止血时间时，注意滤纸勿触及伤口，以免影响结果的准确性。5测定凝血时间时，应严格每隔30s用大头针挑血一次，不可太频繁。同时，每次挑动血液时，应沿同一方向，横过血滴，勿多方向挑动，以免破坏血液凝固的纤维蛋白网状结构造成不凝的假象。思考题： 1出血时间和凝血时间测定有什么临床意义? 2. 出血时间长的患者凝血时间是否一定延长?（二）影响兔血液凝固的因素目的和原理：本实验以发生血液凝固的时间为指标，向血液中加入或去掉某些因素或改变某些条件（如果温度等），以观察对血液凝固的影响。血液凝固是在一系列凝血因子的参与下，使溶解状态下的纤维蛋白原水解成不溶解的纤维蛋白的过程。实验对象：家兔血实验器材和药品：兔手术器械一套、动脉插管、小烧杯、小号试管刷、清洁小试管8支、计时表（学生自备）、水浴装置一套、冰块、棉花、石蜡油、肝素、草酸钾。实验步骤和观察项目：家兔麻醉后，仰卧固定于兔手术台上，分离一侧劲总动脉，做动及插管，备取血用。1、观察纤维蛋白原在凝血过程中的作用 取兔动脉血约10ml，注入两个烧杯内，一杯静置，另一杯用小号试管刷轻轻搅拌，数分钟后，试管刷上结成红色血团。用水冲洗，观察纤维蛋白的形状。然后比较两杯的凝血情况。2、血液凝固的加速或延缓 取8支干净试管，按下表准备各种不同的实验条件。放血进入试管，每只试管里放约1ml，同时计时。每30s倾斜试管一次，观察血液是否发生凝固，直至血液不再流动为止，记录血液凝固的时间。影响血液凝固的因素实验条件血液凝固时间解释凝血途径不加其他物质粗糙面放棉花少许石蜡油润滑管内表面温度保温37度水浴冰浴抗凝剂加肝素8单位，加血后摇匀加草酸钾12mg，摇匀注意事项：加强分工和作，记时须及时，准确。讨论题：分析上述各因素影响血液凝固时间的机理。实验三目的和原理：本实验的目的学习用微机生物信号采集处理系统引导减压神经放电的方法。观察血压升降时神经冲动的变化，以加深对减压反射的理解；通过学习哺乳动物动脉血压直接测量方法，主要以动脉血压为指标，探讨在整体情况下一些神经体液因素对心血管活动是如何进行调节的。减压反射具有稳定动脉血压的作用。心脏受交感神经和迷走神经的支配。心交感神经末稍释放的递质为去甲肾上腺素，与心肌细胞上的1受体结合，能产生正性变时、变力、变传导作用，从而使心输出量增加；心迷走神经末稍释放的递质是乙酰胆碱，与心肌细胞上的M受体结合，产生负性变时、变力、变传导作用，从而导致心输出量减少。大多数血管只受交咸缩血管神经支配，它兴奋时末稍释放去甲肾上腺素与血管平滑肌上的受体结合，使血管平滑肌收缩，外周阻力增加。心血管活动受多种体液因素的调节，其中最重要的有肾上腺素和去甲肾上腺素。肾上腺素主要作用为增加心输出里，也就是强心作用。去甲肾上腺素的作用主要表现为升高血压作用。实验对象：家兔实验器材和药品：哺乳动物手术器械一套、兔手术台、Rm6240生物信号记录分析系统、血压换能器、保护电极、动脉插管、三通管、动脉夹、铁支架、细塑料插管、注射器（1ml、2ml、20ml）丝线、纱布、棉球、25%氨基甲酸乙酯（乌拉坦）、0.5%肝素、5%柠檬酸钠、0.01%乙酰胆碱、0.01%去甲肾上腺素、1：100000肾上腺素、1：100000去甲肾上腺素、生理盐水、石蜡油。实验步骤及观察项目：一、装置仪器1血压换能器：换能器头端主管接动脉插管，侧管接三通，打开三通使换能器与大气相通，用注射器将5%柠檬酸钠能过三通缓慢注入换能器和动脉插管内，排尽空气后关闭三通。然后将换能器输出端接到RM6240生物信号采集处理系统的通道1。2引导电极：神经引导电极输入RM6240生物信号采集处理系统的通道2。3刺激电极：电极接到Rm6240生物信号采集处理系统的刺激输出端口。相应的参数在Rm6240B系统窗口菜单“刺激设置”中设置，刺激减压神经用510V、100200Hz、刺激迷走神经用1015V、20100Hz。4Rm6240B系统的所有参数设置可选择自动调零，然后根据实验需要调整，通道1选择“压力”信号。二、手术1麻醉及固定：动物称重，用25%氨基甲酸乙酯按4ml/Kg，由兔耳缘静脉缓慢注入（或由腹腔给药），麻醉后仰卧位固定于兔台上。头部固定。2分离颈部神经并行颈动脉插管：剪去颈部毛沿正中线切开皮肤57cm切口止血钳钝性分离皮下组织及肌肉暴露气管暴露右颈动脉鞘分辩鞘内的颈总动脉、迷走神经（最粗）、颈交感神经（较细）、减压神经（最细）用玻璃分针分离出23cm长迷走神经，穿线以备辩认分离双侧颈部动脉，各长约2-3cm，穿线备用将左侧颈部动脉近心端用动脉夹夹闭，远心端用线扎牢，用手术刀柄或手术者的小指垫在动脉下方固定动脉。用眼科剪刀在结扎处的近端剪一斜口，向心脏方向插入已充满抗凝剂的动脉插管（注意管内不应有气泡），用线将插管与动脉扎紧。缓慢放开动脉夹，记录动脉血压。用止血钳夹住颈部部切口皮肤，向外上牵拉固定，使之形成一皮兜，将减压神经用玻璃分针钩起放到固定在三维调节器的引导电极上。调节三维调节器，使记录电极悬空，避免触及周围组织。注意神经不可牵拉过紧，在皮兜内靠近减压神经处滴入38-40摄氏度的液体石蜡保温，防止神经干燥。1. 三、观察项目 1观察减压神经放电的频率、幅度。2观察观察动脉血压（曲线、收缩压、舒张压、平均压）3静脉注射去甲肾上腺素：耳缘静脉注射1：100000去甲肾上腺素0.2-0.3ml,观察上述指标的变化。4静脉注射乙酰胆碱：耳缘静脉注射1：100000乙酰胆碱0.200.3ml，观察上述指标的变化。5用动脉夹夹闭右侧颈总动脉15-20S，观察上述指标的变化。6牵拉左侧颈总动脉远心端的结扎线，观察上述指标的变化。7插股动脉套管进行放血，使动脉血压迅速降至50mmHg左右，观察上述指标的变化。然后通过股静脉迅速输血和补液，观察上述指标的变化。注意事项：1麻醉剂量要适量，注射时一定要缓慢推注。2每次实验后，应等血压和心率稳定后再进行下一项实验。3每次注射药后应立即用一注射器注射生理盐水0.5ml左右，以防止药液残留在针头内及局部静脉中而影响下一种药物的效应。4本次实验需多次静脉给药，为避免多次静脉穿刺，可选用小儿头皮注射针，将针头用胶布或动脉固定于耳缘静脉内，其后套上注射器。注射的部位应尽可能的从末稍开始，然后逐次向内递进。讨论题：分析各项实验结果观察项目观察结果分析正常甲肾上腺素乙酰胆碱夹闭非手术侧的颈总动脉牵拉非手术侧的颈总动脉放血和补液实验四目的和原理：学习用计算机生物信号系统记录呼吸及隔神经放电的方法；观察血液化学成份改变对呼吸运动及膈神经放电的影响；观察牵张反射以及迷走神经在此反射中的作用。呼吸运动能够有节律地进行，并能适应机体代谢的需要，有赖于呼吸中枢的调节作用。体内外各种刺激可以直接作用于呼吸中枢或通过不同的感受器反射性地影响呼吸运动，由此调节呼吸运动的频率和深度，使肺通气能适应机体代谢的需要。实验对象：家兔实验器材和药品：哺乳动物手术器械一套、免手术台、气管套管、注射器、橡皮管、纱布、线、引导电极、玻璃分针、压力换能器、RM6240多功能生物信号采集处理系统、20%氨基甲酸乙酯溶液、3%乳酸溶液、生理盐水、10%尼可刹米注射液、CO2。实验步骤和观察项目：一、动物手术:1.麻醉与固定:25%氨基甲酸乙酯耳缘静脉缓慢注射(0.75-1.0g/kg体重)，麻醉完成后背位交叉固定于免手术台上。2气管插管术：见实验一。3分离隔神经：在劲外静脉与胸锁乳突肌之间向纵深处分离直至脊柱肌，透过脊柱肌表面浅筋膜可见到颈椎发出的第3、4、5颈神经丛。由3、4、5颈神经发出的腹支汇合成的神经分支，紧帖前斜方肌的腹缘并与肌纤维平行走向胸腔,此即为膈神经。用玻璃分针将其分离1.5-2cm引线备用。用止血钳夹住切口皮肤及组织，向上方牵引固定，使之形成皮兜，在皮兜内分离神经处滴加40液体石蜡保温防燥。然后用玻璃分针将膈神经轻轻挑入引导电极上，通过三维调节器调节紧张度，神经不可牵拉过紧，记录电极应悬空，避免接触周围组织。在颈部皮肤切口处用导线使动物接地。4膈肌放电记录：将二根记录电极从剑突下插入使其接触膈肌以记录膈肌放电。5仪器连接及调试：引导电极接入RM6240多功能生物信号采集处理系统1通道。Y形气管插管的一侧管与大气相通，另一侧管用硅胶管与压力换能器相连，压力换能器接入RM6240多功能生物信号采集处理系统2通道。膈肌放电引导电极接入RM6240多功能生物信号采集处理系统3通道。在桌面双击RM6240多功能生物信号采集处理系统进入界面，用鼠标左键单击菜单条的“实验项目”菜单项，弹出下拉式菜单，移动鼠标至“呼吸实验”，选择“膈神经放电”，用鼠标左键单击该项，系统自动进入该实验记录存盘状态。实验参数根据需要调整。二、实验观察项目：1同步记录呼吸及膈神经放电、膈肌放电曲线。观察呼吸的频率和幅度，膈神经放电和膈肌放电的频率和幅度。2增大无效腔：将气管插管的一侧夹闭，把30cm长的橡皮管连在气管插管的另一侧上，动物通过此橡皮管进行呼吸。观察对膈神经放电或膈肌放电及呼吸运动的影响。3由耳缘静脉注入10%的尼可刹米（50mg/kg体重），观察膈神经放电及膈肌放电和呼吸运动的变化。4增加血液酸碱度：自兔耳缘静脉注入3%乳酸1-2ml，观察膈神经放电及膈肌放电和呼吸运动的变化。5颈迷走神经的作用：记录一段对照呼吸曲线后，先切断一侧迷走神经，观察呼吸运动、膈神经和膈肌放电的变化。再切断另一侧迷走神经，观察其变化（从曲线上识别呼气相与吸气相变化有何不同）。然后，以电刺激（刺激参数：连续刺激、强度3V左右、波宽1-2ms），刺激一侧迷走神经的中枢端10s左右，观察刺激期间呼吸运动的变化。6肺扩张反射现象观察：在兔自主呼吸末用注射器经气管插管快速推入10-20ml空气，使肺过度扩张，观察呼吸运动变化（此项实验呼吸的记录最好用膈肌运动法或胸膜腔内压记录法）。实验注意事项：1实验中始终保持气管插管畅通。2分离神经时，要细心、动作要轻、避免牵拉。3每项处理反应曲线前，均应有对照曲线。讨论题：分析各项实验结果观察项目观察结果分析正常增大无效腔注射尼可杀米改变血液酸碱度颈迷走神经的作用肺扩张现象实验五（一）坐骨神经干标本制备 目的和原理：掌握坐骨神经干标本的制备方法。 实验对象：蟾蜍或蛙实验器材和药品： 蛙手术器械、任氏液、标本盒实验方法与步骤：1破坏脑脊髓 取蛙一只，用自来水冲洗干净。左手握住蛙，用食指压住其头部前端使头前俯(图l一1)，右手持探针从相当于枕骨大孔处垂直刺入，将探针向前刺入颅腔。左右搅动捣毁脑组织。然后将探针抽回原处，再向后刺入脊椎管捣毁脊髓。脑脊髓完全破坏的标志是蛙的四肢松软，呼吸消失,否则要依上法再行捣毁。 图l一1破坏蟾蜍脑脊髓的方法 图12剪除躯干上部及内脏2剪除躯干上部及内脏 在骶髂关节水平以上O.51.Ocm处横断脊柱，然后左手握蛙后肢，用拇指压住骶骨使其头与前肢自然下垂，右手持粗剪刀，沿脊往两侧剪除蛙的一切内脏及头部，注意不要伤及坐骨神经干。(图12)3剥皮 先剪去肛门周围皮肤，然后用左手持圆头镊夹住脊柱断端（注意金属的圆头镊不要接触到坐骨神经），右手捏住其上的皮肤边缘，向下剥掉全部后肢的皮肤。然后将标本放在盛有任氏液的培养皿中：注意用力要均匀，手不可接触标本。 4将手及用过的手术器械洗净。 5分离两腿 用镊子从背部夹住脊柱将标本提起，避开坐骨神经剪去向上突起的骶骨，然后沿正中线用粗剪刀将脊柱剪为两半，并从耻骨联合正中处剪开两腿，导致两腿完全分离。将分离的两腿置于盛有任氏液的小烧杯中。6游离坐骨神经 将一腿放于蛙板的玻璃板上。用弯眼棵镊于坐骨神经干下穿线，尽量靠近脊柱结扎。注意此处为腰骶丛，不可遗漏分支。于结扎线的脊柱侧剪下神经。将扎线剪段但残端保留一定长度。用玻璃分针沿神经走行，经脊柱、肌肉及其附近的结缔组织、坐骨神经沟，游离神经至月国窝，用支持线轻轻提起神经，用眼科剪顺其走行方向剪去分支。7游离胫、腓神经 剪开月国窝处深筋膜，再游离神经直到足部。8清理标本 将标本标置于大腿肌肉上，用棉花沾任氏液，轻轻擦去神经干上的残余组织。然后将制备好的标本浸入任氏液中数分钟，使其兴奋性稳定后开始实验。 注意事项：1剪断脊柱的位置要正确，不可用力牵拉神经。神经一旦暴露，除玻璃分针外，任何器械及手均不能接触。2要经常保持神经标本湿润。（二）神经干动作电位的传导速度测定目的和原理：神经纤维兴奋的标志是产生了动作电位。它可以不衰减的形式传播，动作电位依局部电流或跳跃传导的方式沿神经纤维传导。影响其传导速度的因素有神经纤维的直径、内阻、有无髓鞘、温度、种类等。坐骨神经干为混合神经，其动作电位由一群兴奋阈、传导速度、峰电位均不相同的动作电位总合而成，为复合动作电位。测定复合动作电位经过的距离时间，即可计算出神经干兴奋传导的速度。本实验的目的在于了解测定神经兴奋传导速度的基本原理和方法。实验对象：蟾蜍或蛙 实验器材和药品：蛙手术器械、任氏液、 电刺激器、标本盒、RM6240生物机能系统 实验方法与步骤：1制作坐骨神经干标本，置于神经标本屏蔽盒内，神经干需要与两对电极RA和RB都接触。2记录电极连接到1通道和2通道，刺激电极连接刺激输出。 图2-1 RARB为AB两组记录装置 图22双电极记录的动作电位3触发采样，程序发出刺激信号，同时进行一次扫描。调节刺激参数，可在荧光屏1道和2道上观察到刺激伪迹后数毫秒后出现一神经干双相复合动作电位图形。按空格键退出触发扫描。按测量键进入测量状态，用光标测出两组记录电极所记波形的对应波峰的时间差,用两组电极之间的距离除以时间差即可计算出传导速度。注意事项：1神经干标本越长越好。2测量时间差，一定要测量两组波形的对应点，如波形的峰值点、起点等，避免测量误差。讨论题：1本实验可否只用一组记录电极来测量传导速度？2试分析各组同学实验数据不同的原因有哪些？（三）低温对其动作电位传导速度及不应期的影响目的和原理：观察分析低温对蟾蜍坐骨神经干动作电位、传导速度及不应期的影响。实验对象：蟾蜍实验器材和药品：蛙手术器械、滴管、线、培养皿、任氏液、室温及低温任氏液。实验方法与步骤：1坐骨神经干标本制备（见前）。2准备好神经标本屏蔽盒，盒内注入少量任氏液，将神经搭载于盒内电极上，神经中枢端置于刺激电极一侧，外周端置于引导电极一侧，神经干应成每个电极密切接触，神经和电极上不能有液滴。然后盖好盒盖，使神经封闭，防止神经干燥。3仪器连接，电极接于相应的接口。4测量指标，阈刺激强度、动作电位潜伏期、时程、峰-峰值、不应期5动作电位的诱发、记录及参数测量方法（1）引导、记录及观察坐骨神经干复合动作电位：将1通道的输入线连接神经标本盒的r1、r2及接地接线柱，进入RM6240界面，按以下提示操作：用实验模块时：实验项目肌肉神经实验神经干动作电位引导。不用实验模块时：输入信号1通道动作电位。刺激参数（参考值）：刺激波宽0.05ms；刺激时间间隔1s；起始刺激强度0.00mV；刺激强度增量50mV。记录复合动作电位波形。实验结果存盘后反演，测量动作电位潜伏期、时程及正、负双相波幅和峰-峰值（每一参数值取10个以计算平均值）。（2）测量神经干动作电位的传导速度：用身长约15cm的蟾蜍制备坐骨神经干标本。在步骤1基础上，添加一对引导电极（r3、r4），r3、r4与S1、S2刺激电极间距离尽量远一些。输入信号1通道动作电位；输入信号2通道动作电位。在RM6240界面上，按以下提示操作：用实验模块时：实验项目肌肉神经实验神经兴奋传导速度测定。不用实验模块时：根据实验原理，分别测定电极r1-r3之间的距离（S）和兴奋从r1传导到r3需要的时间（T），求得传导速度v=S/T。增快显速，仔细观察是否能出现相继多个动作电位。（3）测量坐骨神经干兴奋性恢复周期，按以下提示操作：1. 在记录电极r1、r2之间用组织镊夹伤神经干。 用实验模块时，实验项目肌肉神经实验神经兴奋不应期测定。不用模块时，刺激参数设置（参考值）：刺激方式为连续程控双刺激；刺激时间间隔2s；起始波间隔7ms；波间隔递减量0.05ms.分别测量不同波间隔时，AP1与AP2幅值，测出不应期。实验结果：1剪辑、打印记录曲线2绘三线表填入刺激器、放大器、显速等参数及低温、局麻前后阈刺激、最适刺激、动作电位幅度、时程、传导速度、不应期等数据。注意事项：1制作标本过程中，尽量减少对神经的牵拉，以免损伤神经。2实验过程中，要保持标本湿润，不时向神经干上滴任氏液，但要用任氏液棉球吸掉过多的水珠，以防电极短路。3始终保持神经干与电极密切接触。神经干不可打折。4实验有干扰时，应注意使用RM6240系统提供的50Hz滤波功能。5实验结束后，应清洗、擦干标本盒及电极，防止电极腐蚀。实验六目的和原理：人体是一个有机的整体。在中枢神经系统的调控下，各系统之间相互联系和相互影响，和种功能互相协调，使机体成为一个完整的整体。本实验的目的通过学习哺乳动物动脉血压直接测量方法、呼吸运动描记方法、观察在整体情况下一些因素对心血管、呼吸运动、尿液生成的影响，并分析其作用机理。实验对象：家兔实验器材和药品：哺乳动物手术器械一套、兔手术台、Rm6240生物信号采集处理系统、血压换能器、动脉插管、动脉夹、气管套管、50cm长橡皮管一条、压力换能器、细塑料插管、注射器（1ml、2ml、20ml、丝线、纱布、棉球、25%氨基甲酸乙酯（乌拉坦）、0.5%肝素、5%柠檬酸钠、0.01%乙酰胆碱、0.01%去甲肾上腺素、1：100000肾上腺素、1：100000去甲肾上腺素、生理盐水、石蜡油、3%乳酸、20%葡萄糖溶液、垂体后叶素、速尿、0.6%酚红注射液、10%NaOH溶液、班氏试剂。实验步骤及观察项目：一、装置仪器1血压换能器：换能器头端主管接动脉插管，侧管接三通，打开三通使换能器与大气相通，用注射器将5%柠檬酸钠能过三通缓慢注入换能器和动脉插管内，排尽空气后关闭三通。然后将换能器输出端接到Rm6240生物信号采集处理系统的通道1。2呼吸换能器：压力换能器的主管通过橡皮管接Y形插管，侧管封闭。输出端接到Rm6240B生物信号采集处理系统的通道2。3刺激电极：电极接到Rm6240生物信号采集处理系统的刺激输出端口。相应的参数在Rm6240B系统窗口菜单“刺激设置”中设置，刺激减压神经用510V、100200Hz、刺激迷走神经用1015V、20100Hz。4Rm6240B系统的所有参数设置可选择自动调零，然后根据实验需要调整，通道1选择“压力”信号，通道2选择呼吸或者压力信号。二、手术1麻醉及固定：动物称重，用25%氨基甲酸乙酯按4ml/Kg，由兔耳缘静脉缓慢注入（或由腹腔给药），麻醉后仰卧位固定于兔台上。颈部拉直。2分离颈部神经并行颈动脉插管：剪去颈部毛沿正中线切开皮肤57cm切口止血钳钝性分离皮下组织及肌肉暴露气管暴露右颈动脉鞘分辩鞘内的颈总动脉、迷走神经（最粗）、颈交感神经（较细）、减压神经（最细）用玻璃分针分离出23cm长迷走神经，穿线以备辩认分离双侧颈部动脉，各长约23cm，穿线备用将左侧颈部动脉近心端用动脉夹夹闭，远心端用线扎牢，用手术刀柄或手术者的小指垫在动脉下方固定动脉。用眼科剪刀在结扎处的近端剪一斜口，向心脏方向插入已充满抗凝剂的动脉插管（注意管内不应有气泡），用线将插管与动脉扎紧。缓慢放开动脉夹，记录动脉血压。3气管插管：在喉下将气管与食管分开，然后在气管上做一“”形剪口，插入“Y”形气管套管，用棉线结扎固定。4输尿管插管：下腹部剪毛切开皮肤，切口从耻骨联合向上长约5cm沿腹白线切开腹腔下翻膀胱，暴露膀胱三角，仔细辩认输尿管轻轻分离一侧输尿管结扎输尿管近膀胱端在结扎之上剪一斜口，把充满生理盐水的细塑料管向肾脏方向插入输尿管内结扎固定。三、观察项目1正常血压曲线：观察“心博波”与“呼吸波”正常呼吸曲线，记录尿量（通过记录每分钟尿液滴数来计量）2静脉注射去甲肾上腺素：耳缘静脉注射1：100000去甲肾上腺素0.20.3ml,观察血压、心率、呼吸、尿量的变化。3静脉注射乙酰胆碱：耳缘静脉注射1：100000乙酰胆碱0.20.3ml，观察血压、心率、呼吸、尿量的变化。4静脉注射垂体后叶素：耳缘静脉注射垂体后叶素2u，观察血压和尿量的变化。5增大无效腔气量：在气管插管的通气口侧连接一长50cm的橡皮管，使无效腔增大，观察血压、心率、呼吸的变化。6电刺激迷走神经：刺激完整的迷走神经，观察各项指标的变化；对游离的迷走神经做双重结扎，在两结扎线的中间剪断迷走神经，以同样的刺激参数分别刺激其中枢端和外周端，观察各项观察指标的变化。注意事项：1麻醉剂量要适量，一定要缓慢推注。2作气管插管时，插管前应注意对管剪口处进行止血，并将气管内清理干净，现行插管。3换能器接口处要注意密封性。4每次实验后，应等各项指标恢复稳定后再进行下一项实验