实验一药理实验基础知识.docx

第一章 药理学实验的基础知识

第一节 药理学实验的目的和要求
药理学实验的目的在于通过循序渐进的常规实验，使学生验证和巩固所学的基本理论；通过综合实验了解较为先进的科研方法和技能，同时培养学生联想及综合分析问题的能力；通过设计性实验，培养学生独立思考、科学思维及创新的能力，建立实事求是、严谨的科学态度，提高解决实际问题的能力，为后续知识的学习和毕业后的科研工作奠定良好的基础。为了达到上述目的，要求学生做到以下几点。
【实验前】
1. 仔细阅读实验指导，了解实验目的、原理、要求、方法和操作步骤。
2. 结合实验内容，复习有关药理学、生理学、生物化学及免疫学等方面的理论知识，做到充分理解。
3. 预测实验中可能出现的情况和发生的问题。
【实验时】
1． 实验器材的放置力求稳当、整齐、有条不紊。
2． 严格按照实验指导上的步骤进行操作，准确计算给药量，节省器材和药品。要注意保护实验动物和标本，避免与实验内容无关的刺激。
3． 仔细、耐心地观察实验过程中出现的各种现象，实事求是地记录药物出现反应的时间、表现以及最后的转归，联系课堂讲授的内容进行思考。
4． 在实验过程中遇到疑难之处，先要自己设法解决，如一时解决不了，应向指导教师说明情况，请求教师协助解决。对于贵重仪器，在未熟悉其性能之前，不可轻易调试。
5． 实验室内保持安静、整洁。用药后须用原瓶塞塞好，公用药品和器材不可随意挪动。
【实验后】
1． 将实验用器材清洗擦干，清点整理后放到指定位置。如有损坏、缺少，应及时报告老师。将存活和死亡动物分别送至指定处所。
2． 认真整理实验记录，经过分析思考，撰写实验报告，按时交给指导老师。
3． 做好实验室的清洁卫生工作。

第二节 药理学实验设计的基本原则
在进行药理学实验时，为保证实验结果的客观性和可信性必须遵循以下基本原则：
一．对照原则：进行实验时必须设对照组。设置对照组是为了使观察指标通过对比而发现其在处理因素（如药物等）的作用下而表现出的某种特异性变化，消除各种无关因素的影响。这就要求在比较的各组实验对象之间除了处理因素不同外，所有非处理因素应尽量保持相同，从而根据处理与不处理之间的差异，了解处理因素带来的特殊效应。对照有多种形式，如空白对照(又称正常对照)，即对照组不施加处理因素，但给予同容积的溶剂；模型对照，即造成疾病模型，但不给予药物处理，给予同容积的溶剂；阳性对照，即给予相同适应症的市售药物，以监控实验条件；假手术对照，即除造成某种疾病模型的关键步骤外，所有手术操作均同模型对照组。自身对照，对照与实验均在同一实验对象进行，即同一个体处理前后的对照，如给药前后的对比等。若观察给药前后的指标变化，此种对照必须以指标本身对时间变化相对稳定为首要前提。
二．随机原则：随机是指对实验对象的实验顺序和分组进行随机处理。在分组时，对实验对象进行随机抽取可保证被研究的样本能代表总体，从而减少抽样误差；在施加多个处理因素时采用随机原则，可保证各组样本的条件基本一致，可减少组间人为的误差。
三．重复原则：“重复”在这里有两方面的含义，一是指实验结果的可再现性，一是指实验结果应该来自足够大的样本。样本越大，重复的次数越多，实验结果的误差越小，可信度越高。

第三节 药理学实验中分组方法

药理学实验一般应当设有正常对照组、模型对照组、阳性药对照组及受试药2个以上剂量组（新药研发时要求至少设立三个给药剂量组，以考察量效关系）等，如需手术造成疾病模型，还应设假手术对照组。而学生药理学实验课时，由于时间等条件的限制，可酌情减少实验分组，只设空白对照组或模型对照组及受试药一个剂量组。
一．动物分组的一般原则
实验时，要遵循受试药组与对照组一致性原则，即两组只允许在被实验因素方面有所不同，在其他方面(包括实验对象、实验者、实验条件、环境、时间以及仪器等)应力求一致。除了被实验因素外，如果两组还有不一致的地方，则对照组的存在失去其应有意义。两组之例数应相等或相近似，认为对照组只有少数几例即可，是不正确的。
分组时，为了满足以上要求，避免主观因素需要采取随机抽样的方法。所谓随机抽样就是指按着机会的安排来抽取样本，换言之，不论任何被实验的对象都有相等的机会被抽出。随机抽样的方法很多，如应用骰子法、单双号法、卡片法以及随机数表等。
必须指出，随机抽样比较适宜大样本时的分组，而小样本时随机抽样不能保证各组的一致性，故小样本时必须用人为的方法来保证各组的一致性，其目的是更好地贯彻随机抽样原则，与主观选择有本质上的区别。
二．小样本的分组法
主要有分群法(Stratify)和配对(群)法。分群法是按某几个因素将对象先分为数群，而后再按随机抽样法将每群中的对象分到各组中去。有时先分为几个大群，而后每大群再分为数小群，最后将每小群中的对象再随机抽样地分到各组中去。分群可按性别、体重或血压等生理或病理因素进行，一般应以观测指标或对观测指标有主要影响的因素为准来分群，如降压实验，应以血压为准来分群；豚鼠的平喘实验，须对豚鼠进行初筛，分组时，应以哮喘潜伏期来分群；降血脂实验，应以血脂水平为准来分群。而多数是按性别、体重分群。
配对(群)法，是把各方面相近似的对象配成多数的对或群(二组则二个一对，三组则三个一群)，然后每对(群)中的对象按随机抽样原则分到各组中去。
以最常用的分群法为例，说明如下：
【举例】
由实验动物中心取来同种属并且出生日期相近似的小白鼠36只，欲就性别及体重将其分为实验及对照两组，可进行如下分组：
先就性别将动物分为雌雄两大群，每群再按体重分为数小群(以1g为组距)，假定其性别及体重分布情况如表1-1之左侧所表示，则可按随机抽样原则将各小群的动物分到两组中去。如果有的小群动物数是奇数时，则应尽力照顾到两组的均衡来分配之，最终的分组情况正如表1-1之右侧所表示。
表1-1 分 组 法
分 布 情 况
分 组 情 况
性别 体重（g） 动物数(只)
实验组 对照组
雌 18-19 6
19-20 6
20-21 3
21-22 3
3 3
3 3
2 1
1 2
Σ 18
9 9
雄 18-19 5
19-20 3
20-21 6
21-22 4
3 2
1 2
3 3
2 2
Σ 18
9 9

第四节 药理学实验数据的分析处理
一、实验结果的记录及表示方法
实验过程中，要对实验数据进行及时、客观的记录。凡是属于量反应资料（又称计量资料，即药物作用可以用数值的变化来表示，如血压的高低、时间的长短、心率的快慢、肿瘤轻重、心输出量的多少等）均应以正确的单位和数值标定。凡是由曲线记录测量指标的实验，应尽量用曲线记录实验结果，在所记录的曲线中应标注有给药或刺激记号、时间记号等。为便于对实验结果进行分析、比较，多以各组数据的均值加减标准差来制表或绘图来表示实验结果，表格要有表题，图要有图题。制作表格及作图时，应注意以下几点：
1. 表格应制三线表，表格中不用纵向线。一般按照组别、剂量、动物数、观测指标的顺序在表内由左至右填写。
2.作图时，通常是以实验观察指标的变化为纵坐标，以时间或给药剂量为横坐标而作图，例如呼吸曲线、肌肉收缩曲线等；横、纵坐标轴均应加以标注，如药物剂量、时间单位、测量指标及单位等。
3.实验数据若呈连续性变化，则以曲线形式体现实验结果，绘制经过各点的曲线或折线应光滑；实验数据若不呈连续性变化，则不宜用曲线表示，可采用直方图的形式表示。
4．表及图下面应有必要的说明，如统计学显著性的表示等。
二、差值的显著性测验
实验结束后，实验者必须对所获得的实验结果进行统计学分析处理，才能发现问题，得出结论。药理学实验往往要在两组或两组以上实验对象上进行，如一组为实验组，一组为对照组，然后就两组所获得的实验数据进行比较，判断两者有无差异，从而确定被实验因素是否对实验对象确实具有某种影响，例如药物疗效之观察等。但药理学研究的实验对象大都是各种动物（临床药理学研究的对象是人），所以实验中生物个体差异所造成的误差是不可避免的，此外也还有一些其他性质的误差，可统称之为实验误差。从而两组实验获得数据的差异就有可能是实验误差所造成，而在被实验对象的数目很少时(小样本)，此种可能性更大。两组数据的差值究竟是被实验因素所致，还是实验误差影响所致，这不能主观决定，而一定要通过生物统计学的客观方法来判断，以确定此差值是否有意义。此种方法就称为差值的显著性测验。
如果测验的结果是两组之间差异“显著”，则提示两组之间的差异可能是因处理因素（如药物）造成的；若“不显著”，就说明此差值很可能是实验误差所造成的，没有实际意义。但不应只根据一次的结果而轻率地下结论，在动物数少时尤其如此。应视具体情况，进行重复实验。需要指出的是，统计学方法之运用需建立在对实验对象客观的、科学的分组和正确的实验资料的基础之上。不当的实验设计与错误的实验资料，即使经过统计处理，其结论仍然是不可靠的。因实验指标有量反应指标和质反应指标的不同，其统计处理方法也不同。分述如下：
1．量反应指标的差值显著性测验法
差值显著性测验最常应用的方法为“t检验法”。t值即差值的绝对值与差值标准误之比。亦即用误差单位来衡量差值的大小，视其有无意义。根据实验数据计算出者称实验t值，t0为由t值表查出者，称标准t值。
基本公式：

……(只适用于两组例数相等或近似之情况)

X……被实验个体实验观察指标量的大小。
N……该组被实验的对象数。
……该组X的均值，为测量指标最常应用的综合指标。
S……标准差，是用以估计原始数据(X)的分散程度或原始数据的实验误差程度的人为单位。
……标准误，用以估计均值(X)的可靠程度或均值的实验误差程度的人为单位。
……差值标准误，用以估计差值的可靠程度或差值实验误差程度的人为单位。
……两组均值数据差(差值)的绝对值
自由度……统计学一专门术语。只关系到一组时为例数减一(n—1)，如关系到两组时则为总例数减二(n1+n2-2)。
∑……总和。
无效假设及结果判定：
首先假设两组的差异是由实验误差所致，处理因素对实验结果没有影响。然后将实验数据带入公式计算t值。将实验t值(ts)与标准t值(t0)相比较，判定标准如下：
t0(1％)＞ts＞t0(5％)，则0.01＜P值因素（如药物）所致的可能性大于99%，差异非常显著。
ts＞t0(5％)，则P＞0．05，即无效假设成立的可能性大于5%，差异不显著。P值为机率或危险率。
标准t值可根据t值表查出，由该表有关自由度及特点危险率(5％或1％)而找出该标准t值。

标准t值表
自由度
机 率
自由度
机 率
5％
1％
5％
1％
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
12.706
4．303
3．182
2．776
2．571
2．447
2．365
2．306
2．262
2．228
2．201
2．179
63．657
9．925
5．841
4．604
4．032
3．707
3．499
3．355
3．250
3．196
3．106
3．055
13
14
15
16
17
18
19
20
30
100
1000
X
2．160
2．145
2．131
2．120
2；110
2．101
2．093
2．083
2．042
1．984
1．962
1．960
3．012
2．977
2．947
2．92l
2．898
2．878
2．861
2．845
2．750
2．626
2．581
2．576
2．质反应指标的显著性测验法
计数资料显著性测验最常用的是X2(卡方)检验法，它可以用来检验两个或多个百分比(率)之间的差异。计算方法和步骤如下：
（1） 首先假设两组的差异是由机会所致，即两组的阳性是相同的。
（2） 将数据带入四格表，并根据X2计算公式算出X2值。
（3） 判断无效假设是否成立。

四格表
组别 阳性 阴性 合计
用药组 a b a+b
对照组 c d c+d
合计 a+c b+d a+b+c+d=n
x2检验的公式如下：

根据自由度查x2值表，自由度的计算公式为：n（自由度）=（行-1）（列-1），故四格表法的自由度为1。查x2值表可知，求得的x2值若大于3.84，则P值小于0.05，有显著差异；若求得的x2值大于6.63，则P值小于0.01，有非常显著差异。即求得的x2值越大，否定假设情况的可能性就越大，差值是由处理因素所致的可能性越大；反之，x2值越小，否定假设情况的可能性越小，即差值是由实验误差所致的可能性越大。
注意：数据中无0或1时才可以用上述公式计算x2值。如果数据中出现了0或1，则要用简化值直接概率法计算。实验动物数必须大于40。

x2 值 表
自

由
度

大 于 此 值 之 机 率 P
0.900
0.750
0.500
0.250
0.100
0.050
0.025
0.010
0.005
1
0.02
0.01
0.45
1.32
2.71
3.84
5.02
6.63
7.88

第五节 实验报告的书写要求
实验报告是实验者对其完成的实验工作进行的扼要的文字总结，是综合评定实验课成绩的重要依据之一。学生每完成一次实验都应提交相应的实验报告。实验报告通常的格式如下：

姓名 专业 班级 组别 日期
1．实验题目：
2．实验目的及原理：
3．实验材料：包括实验器材、实验动物及药品试剂。实验动物要写明其种类、性别、体重。如果所使用的仪器和方法与实验教材规定的有所不同时，可作简要说明。
4．实验方法：实验步骤可作简要描述。
5．实验结果: 应详细记录原始数据，对较长的曲线记录，可选取一段有变化的曲线，剪下后贴在实验报告中，并根据原始资料，真实、准确记述所观察到的实验现象。将原始数据进行统计学处理，最后用图或表来表示。绘图时，应在横轴和纵轴上画出刻度，标明数值单位。一般以纵轴表示反应强度，横轴表示时间或药物剂量。绘制表格时，应制三线表，表内布局要合理，标题在表的上方。
6．讨论：实验结果的讨论是根据已知的理论知识和已有的文献资料对实验结果的解释和分析，判断所得到的结果是否为预期的结果；对于非预期结果要分析可能的原因。还应在讨论中指出实验结果的生物学意义。
7．结论：是对该实验所能证明的作用或作用机制的简明总结。不要简单地罗列具体的结果，而应在讨论的基础上归纳出概括性的判断。结论应言之有据，不能充分证明的理论分析不应写入结论中。

第六节 实验室守则
1.遵守学习纪律，准时到达实验室。在做实验时因故外出或早退应向指导老师请假，经同意后方能离开实验室。
2.实验时应严肃认真，不得高声谈笑及进行任何与实验无关的活动，应保持实验环境的宁静。参加实验时应穿着实验工作服。
3.参加实验者应先熟悉实验仪器和设备的性能及使用要点，而后使用。一旦发现仪器和设备故障或损坏，应立即向指导教师报告，以便能及时维修或更换，不可擅自拆修或调换。仪器和设备不慎损坏时，应及时向指导教师汇报情况，按章赔偿。
4.各实验小组的实验仪器和器材各自保管使用，不得随意与他组调换挪用。如需补发增添时，应向指导教师申报理由，经同意后方能补领。每次实验后应清点实验器材，用品。
5.爱惜公共财物，注意节约器材，爱护实验动物，实验室内物品不得擅自带走。
6.保持实验室的整洁卫生，不必要的物品不要带进实验室内。实验完毕后，应将实验器材，用品及实验桌凳收拾干净；实验动物尸体和废物应放到指定的地点，不得随地乱丢。实验室的清洁卫生工作应由各实验小组轮流负责打扫，以保证实验室环境整洁卫生。
(邹莉波)

第二章 动物实验的基本操作技术

第一节 药理学实验常用动物的种类及特点
一．小白鼠(mouse)
小白鼠属哺乳纲，啮齿目，鼠科。其温顺易捉，繁殖力强，价格低廉，对实验动物同种、纯种、性别和年龄的要求比较容易满足，生活条件也容易控制，因此是药理学实验最常用的动物，特别适用于需要大样本的实验，如药物筛选、药物半数致死量的测定等。小白鼠对多种疾病有易感性，可以复制多种疾病模型，如癌症、肉瘤、白血病、血吸虫病、败血症、癫痫、药物依赖性、痴呆症等。
二．大白鼠(rat)
大白鼠亦属哺乳纲，啮齿目，鼠科，受惊时有攻击性，易对实验者造成伤害，应注意防护。大白鼠也可用于多用实验和复制多种动物模型，如复制水肿、炎症、缺氧、休克、发热、胃溃疡、高血压以及肾衰等动物模型；大白鼠的垂体-肾上腺功能很发达，常用来作应激反应、肾上腺及垂体等内分泌功能实验。大白鼠的高级神经活动发达，因此，也广泛用于脑功能定位、神经元细胞外记录等实验中。
三．家兔(rabbit)
家兔属哺乳纲，啮齿目，兔科。其特点是性情温顺，易于饲养。常用于与呼吸功能、泌尿功能心血管功能有关的实验中，如呼吸运动的调节及呼吸衰竭的处理、血压的调节和心衰的处理等。因家兔对致热源敏感，故常用于研究解热药和检查热源。此外，因家兔耳长大，血管清晰，便于静脉注射和采血，故也广泛用于药物的血管刺激性及溶血性的研究。
四．豚鼠(guinea-pig)
豚鼠又称天竺鼠，荷兰猪。属哺乳纲，啮齿目，豚鼠科。其特点是性情温顺，对组胺和结核菌敏感。常用于复制哮喘、组胺过敏、结核病模型，以研究平喘药、抗组胺药以及抗结核药的作用。也用于药物安全性试验中的全身主动过敏性试验。
五．猫(cat)
猫属哺乳纲，食肉目，猫科。与兔相比，猫对外科手术的耐受性强，血压相对稳定，但极具攻击性。常用于去大脑僵直、下丘脑功能以及血压方面的实验。
六． 犬
犬常用于观察动物对冠状动脉血流量的影响、心肌细胞电生理研究、降压药及抗休克药的研究等；经过训练，可与人合作，很适用于慢性实验，如条件反射试验。犬的体形大，对手术的耐受性较强，常用于其他小动物不易进行的手术中，如胃瘘、肠瘘、膀胱瘘、胆囊瘘以及冠状动脉结扎等。在进行临床前长期毒性试验中，犬是常用动物。
七．蟾蜍(toad)
蟾蜍属于两栖纲，无尾目。由于进化较低，其离体标本(如心脏、腓肠肌等)能在较长时间内保持着自律性和兴奋性，而且蟾蜍容易获得并价格便宜，故经常被用于研究药物对心脏的影响、反射弧分析以及肌肉收缩等实验中。

第二节 实验动物的选择
为了获得理想的实验结果，必须根据实验目的选择适宜的观察对象，在选择动物时，需考虑如下因素：
一．种属的选择
不同种属的动物对同一疾病病因刺激的反应程度会有很大的差异。在选择实验动物时，尽可能选择对刺激因素较为敏感且与人类接近的种属。例如在进行发热实验时，宜首选家兔：在进行过敏反应和变态反应实验时，宜首选豚鼠；小鼠则宜用于半数致死量等方面的观察。
二．性别的选择
由于成年雌性动物的代谢存在着明显的性周期的变化，这些变化会影响受试动物对某些实验因素的反应状态。因而在选择实验动物时，一般多用雄性动物，但热板法镇痛实验不宜选用雄性小鼠或大鼠，半数致死量的测定应雌雄各半。
三．周龄或体重的选择
一般选择成年动物，小鼠体重18-22g，大鼠体重200-250g，豚鼠体重350-450g，家兔体重2.5-3.5kg，beagle犬体重8-20kg。但有些实验对动物体重或周龄有特殊要求，如大鼠足肿胀法的抗炎实验，宜选用120-150kg的大鼠，对致炎剂敏感。制作大鼠脑永久性低灌注模型时，宜选用13周龄以上的大鼠，可大大降低死亡率。
四．状态的选择
实验动物对人类疾病的表达程度及对施加因素的反应情况，除了与动物自身的生理特征有关外，还受动物的状态，如是否饥饿、睡眠是否足够、是否患有其他疾病等的影响。因此，应选择健康、反应机敏以及其它各个方面条件尽量一致的动物作为观察对象。
五．实验条件的选择
由于环境因素对实验结果有着很强的干扰作用，如明、暗(即光照周期)对体内代谢就有着重要的影响。在实验时应选择与受试动物自然生活尽量一致的实验环境或人为地将实验环境控制到符合条件的程度。

第三节 实验动物的编号
在药理学实验中为了观察并记录每只动物、各组动物的变化情况，必须在实验前预先对动物进行随机分组和编号标记。对于比较大的动物如狗，兔等，可将号码烙在金属牌上，实验时将其固定于狗链条或兔耳上。对于家兔还可采用化学药品涂染背毛或采用兔耳打孔法。下面以药理学实验最常用动物为例，介绍大鼠和小鼠的编号标记方法。
大鼠和小鼠的编号一般都采用各种不同颜料涂擦被毛的方法来标记，也可用不同颜色的油性记号笔在尾部标记。常用的涂染化学品如下：
1. 涂染黄色，用3%～5%苦味酸溶液。
2. 涂染红色，用0.5%中性红或品红溶液。
3. 涂染咖啡色，用2%硝酸银溶液。
4. 涂染黑色，用煤焦油的酒精溶液。
最常用的是3%～5%苦味酸溶液。用毛笔或棉棒蘸取此溶液，在动物的不同部位涂上苦味酸溶液表示不同号码。一般习惯涂染在左前腿上为1，左侧腰部为2，左后腿上为3，头部为4，背部正中为5，尾基部为6，右前腿为7，右侧腰部为8，右侧后腿上为9，不涂染鼠为10（如图2-1A、B）。如果实验时动物的编号超过10，且在20～99之内，可采用在上述动物同一部位上，再涂染另一种涂染剂（如0.5%中性红或品红溶液）斑点，表示相应的十位数。例如，在左前腿标记红色和黄色斑点，这就表示为11；如果红色标记在左前腿上，而黄色标记在左腰部，这就是12，以此类推（如图2-1C、D）。也可以用同一种颜色涂在两个部位来标记10以上的记号。如左前腿和左后腿都标记苦味酸溶液，表示13号，以此类推。

图2-1A 图2-1B

图2-1C 图2-1D
上述苦味酸溶液等颜料标记的优点是持续时间比较长，一个月左右也不会退色，对于慢性实验尤其适合。如果是急性实验，或饲养小鼠时间在一周之内，可用不同颜色的油性记号笔在尾部标记，如图2-2所示。
图2-2
标记要有记录，做到实验者心中有数，以免时间长忘记。

第四节 实验动物的捉持和给药方法
正确地捉拿与固定动物是药理学实验的基本操作之一，也是实验顺利进行的保证。掌握正确的动物捉拿与固定方法，不仅可有效防止实验者被动物咬、抓伤，也可确保动物不被过分激惹，以保证其正常的生理活动不受明显干扰，从而不致明显地影响实验结果。
一．小鼠的捉持和给药方法 捉拿小鼠时，先用右手将鼠尾抓住并提起，将小鼠放在鼠笼上或较为粗糙的台面上，在其向前爬行时，用右手向后拉尾，用左手的拇指和食指抓住小鼠的两耳及头颈部皮肤，将其置于手心中，拉直四肢并用左手的无名指压紧尾部，右手即可作注射和进行其它操作(如图2-4-1)。也可只用左手捉拿小鼠，方法是先用左手的拇指和食指抓住小鼠的尾部中段，然后用左手的无名指和小指夹住尾的根部，并轻压向背部，用左手的拇指和食指抓住小鼠的两耳及头颈部皮肤，将其置于手心中。此种方法熟练后，比两手捉拿小鼠方便快捷，也便于右手的操作。取尾血或进行尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属、玻璃、塑料或木制的固定器上。
图2-4-1

给药方法：
1．灌胃法 左手捉拿小鼠，右手持灌胃管(1～2ml注射器上连接玻璃或金属制的灌胃管)，灌胃管长4～5 cm，直径约lmm。操作时将灌胃管插入口腔，沿上腭壁轻轻插进食管，当插进2～3 cm时，灌胃管的前端到达膈肌水平，此时可稍感有抵抗（图2-4-2）。一般在此位置推注药液即可。如此时动物呼吸无异常，可将药液注入；如遇阻力应抽出灌胃管重新插入；若误插入气管注药可引起动物立即死亡。推注药液后轻轻拉出灌胃管。一次灌注量为0.1～0.3 ml／lOg体重。操作时切忌粗暴，以防损伤食管及膈肌。
2．皮下注射法 注射部位可选颈背部皮下。操作时轻轻拉起背部皮肤，将注射针注入皮下,稍稍摆动针头，若容易摆动则表明针尖的位置确在皮下,此时注入药液。拔针时，轻捏针刺部位片刻，以防药液逸出。
3．肌肉注射法 小鼠固定如上述。将注射器的针头刺入小鼠臀部外侧肌肉，注入药液。注射量一般为每次每鼠0.2 ml。
4．腹腔注射法 左手固定动物，使小鼠腹部朝上。右手持注射器，使针头与皮肤呈45度角方向在左或右侧下腹部刺入腹腔（图2-4-3）。针尖刺入腹腔时可有抵抗消失感，此时可轻轻推注药液。一次注射量为0.05～0.1 ml/10g体重。
图2-4-3
图2-4-2

5．尾静脉注射法 将小鼠装入固定筒内或玻璃钟罩内，使其尾部外露。尾部用75％酒精棉球擦拭,使其血管充血和表皮角质软化。以拇指和食指捏住尾根部的两侧，阻断其静脉回流，使其尾静脉充盈明显。以无名指和小指夹住尾尖，用中指托起尾巴，使之固定。用4号针头选其一侧尾静脉穿刺。如针头确在血管内，则推注药液无阻力，否则皮肤隆起发白，阻力增大，此时可退回针头重新穿刺。注射完毕后，按压片刻止血。需反复静脉注射时，宜从尾端开始，逐渐向尾根部移动。一次注射量为0.05～0.1 ml/10g体重。
二． 大鼠的捉持和给药方法 捉拿大鼠时，实验者应注意防护，如戴帆布手套进行操作。捉拿时先用右手将鼠尾抓住并提起，放在较为粗糙的台面或鼠笼上，然后将鼠尾向后轻拉，用左手的拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤，其余三指紧捏背部的皮肤，将整个动物固定于左手中（如图2-4-4A、B）。也可用左手的拇指和中指分别放到大鼠的腋下，食指放于颈部，使大鼠伸开两前肢，握住动物，用右手进行操作。

图2-4-4A
图2-4-4B

给药方法：
1．灌胃法 大鼠的灌胃法与小鼠相似。采用灌胃管(安装在5 ml注射器上的金属灌胃管)长6～8cm，直径1.2 mm,尖端呈球状。一次给药量为1～2ml／lOOg体重。
2．腹腔注射法同小鼠。
3．皮下注射法 注射部位为背部或大腿外侧皮下。操作时，轻轻拉起注射部位皮肤，将注射针刺人注射部位皮下。每次注射量为l ml／100g体重。
4．静脉注射法 麻醉大鼠可从舌下静脉给药。清醒大鼠可从尾静脉给药。将大鼠置于大鼠固定器内，而将鼠尾留在固定器外，以供实验操作。尾静脉注射时，用75％酒精棉球擦拭或用40～50℃温水浸泡尾部，使尾静脉扩张充盈，易于穿刺。每次注射量为0.3-0.5 ml／100g体重。
三. 兔的捉持和给药方法 用右手抓家兔颈部的被毛与皮肤，用左手托住其臀部和腹部使其体重大部分集中在左手上，然后按实验要求固定(如图2-4-5)。家兔的固定方式有腹卧式和仰卧式两种：作各种手术时，一般对麻醉后的动物进行仰卧式固定，即将动物的四肢用粗的棉线固定，头部则用兔头固定夹固定;作耳血管注射或取血时，可行腹卧式固定，即将家兔安放到特制的固定装置内。

图2-4-5

给药方法：

1. 灌胃法 可两人合作进行。一人坐好，将兔的躯体夹于两腿之间，左手抓住双耳，固定其头部，右手握住其两前肢。术者将开口器横放于兔口中，将兔舌压在开口器下面。此时助手用双手固定开口器。术者将导尿管经开口器中央小孔慢慢沿上腭壁插入食管15～18cm(如图2-4-6)。为避免误入气管，将导尿管的外口放入一杯水中，确认无气泡或管中液面不随呼吸而上下波动，则可用注射器将药液灌入，并以少量清水冲洗灌胃管。若动物挣扎剧烈，应拔出重新插入。灌胃完毕后，先拔出导尿管，再拿出开口器。如用兔固定箱，可一人操作，
2. 腹腔注射法 参照小鼠腹腔注射法。
3. 静脉注射法 静脉注射一般采用耳缘静脉（兔耳外缘的血管为静脉，中央血管为动脉）。将家兔放入固定盒内，拔去耳外缘部位的兔毛，用酒精棉球涂擦静脉部位皮肤，使静脉充盈。以左手拇指和中指捏住兔耳尖，食指放在注射部位下将兔耳垫起，右手持注射器，尽量从血管远端刺入血管（不一定有回血）。注射时针头先刺入皮下，沿皮下向前推进少许，然后刺入血管（如图2-4-7）。针头刺入血管后再稍向前推进，轻轻推动针栓，若无阻力和局部皮肤发白隆起现象，即可注药；若推药有阻力或发现皮肤发白隆起，表示针头在血管外，这时应将针头稍退回，再重新穿刺血管，注射完毕后，用棉球压住针眼，拔去针头。
图2-4-7
图2-4-6

四. 豚鼠的捉持和给药方法
先用左手掌迅速扣住其背部，抓住其肩胛上方，将手张开，用手指握住颈部或握住身体的四周，再拿起来。怀孕或体重较大的豚鼠，应以另一只手托住其臀部。豚鼠的固定方法基本同大白鼠。
给药方法：
1. 灌胃法 可参照小鼠和大鼠灌胃法进行。
2. 皮下注射法 注射可选用大腿内侧，背部，肩部等皮下脂肪少的部位。通常在大腿内侧注射。操作时，助手把豚鼠固定在台上，术者将注射侧的后肢握住，将注射器针头与皮肤呈45度角方向刺入皮下。确定针头在皮下后，注入药液。注射完毕后以指压刺入部位片刻，以防药液漏出。
3. 腹腔注射法 同小鼠。
4. 静脉注射法 注射部位可选用前肢皮下头静脉，后肢小隐静脉，耳壳静脉。一般前肢皮下头静脉较易穿刺成功；后肢小隐静脉上部明显可见，故也较容易穿刺成功；也可在颈前部将皮肤切一小口，暴露颈前静脉，然后直接穿刺血管。注射量小于等于2ml.
五. 猫的捉持和给药方法
捉猫时应戴手套，以防止被其抓伤。先将猫关入特制玻璃容器中，投入乙醚棉团快速麻醉，取出后趁其未醒立即固定。
给药方法：
1. 灌胃法 猫轻度麻醉，把导尿管从鼻腔或口腔插入食管内给药。
2. 皮下注射法 猫注射于臀部皮下，注射针刺入皮肤与肌肉之间给药。
3.腹腔注射法 参照小鼠腹腔注射法。但注意在腹白线两侧注射，离腹白线1cm处进针。
4.静脉注射法 猫装于固定带或笼内，取出前肢，紧握肘关节上部，用乳胶管扎紧，使皮下头静脉充血，局部去毛消毒，右手持注射器从肢体末端朝向心端穿刺，证实针头在静脉内之后放松肘关节或松开乳胶管，可缓慢注射药液。
六. 犬的捉持和给药方法
犬的性格凶猛，会咬人。捆绑固定至少由2～3人进行。实验者先抚摩，逐步接近，勿使其惊恐或将其激怒。用粗棉绳兜住狗的下颌，并在上颌打结（勿太紧）。操作时，注意犬的动向，以防被犬咬伤，最后在犬耳根后颈项上打一个活结。如犬不合作，则先用一根特制长柄狗头夹，从后面夹住犬颈，限制犬头部活动，再按上述方法捆住犬嘴。然后将犬侧卧，一人固定其肢体，由另一人注射麻醉药。
给药方法：
1. 灌胃法 将木质开口器横放于犬上下门齿间固定，经开口器之小孔插入导尿管向前推入食管。将导尿管外端置于水中，如无气泡逸出即可将药液注入,再注入少量清水冲洗残留药液。也可将药物装入胶囊，直接放入犬口中，并给少量清水，使其自然吞咽。
2. 静脉注射法 对未经麻醉的犬，可选用前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉注射(如图2-4-8A、B)。操作时，先将注射部位毛剪去。在静脉血管的近心端，用乳胶管扎紧肢体，使血管充盈，注射器针头向静脉血管的近心端方向穿刺。回抽注射器针栓，如有回血，则证明针尖在血管内，即可推注药液。
对已麻醉的犬，可剖开腹股沟部，从股静脉直接插管给药。
图2-4-8A
图2-4-8B

七. 注意事项
1．捉拿动物时既要大胆果断，也要小心谨慎，动作应尽量轻柔，切忌粗暴。
2．捉拿大鼠，尤其是已经受到激惹的大鼠时，一定要注意防护，以免被其咬伤。若不慎被动物咬伤或抓伤应对伤口进行妥善处理。
3．捉拿动物时一定要按规范进行，否则容易对动物造成损伤。例如，对于家兔采用抓双耳或抓取腹部的方法是错误的。
4．不可玩耍动物或使动物逃跑。

第五节 实验动物给药剂量的确定与计算
一、 给药剂量的确定
药物的药理作用都是在一定剂量范围内产生的，如果剂量设计不当，有可能得出药物无效的结论，而实际上，药物可能有效，只是没有找到合适的剂量范围。进行实验设计时，经常会遇到如何确定药物剂量的问题。药物对于某种动物的适当剂量不能凭空推算。首先应该查阅该药的有关文献，了解前人的经验。如能查到用于同一目的的实验，且给相同种类动物用药的剂量，那就可以直接应用；有时查不到用于同一目的实验的剂量，但能查到给相同种类动物相同给药途径的不同用药目的的剂量，也可以按照此文献剂量进行预实验；如在文献中查不到治疗剂量，但若知道LD50，也可先用1/10～1/3LD50来进行试验，最终找出有效剂量范围。
如果查不到待试动物的剂量，但知道其他动物或人用剂量，可通过换算得到所需动物的等效剂量。不同种类动物间用药剂量的换算，一般按单位体重所占体表面积的比值进行，如表所示。
表2-1 人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值表

小鼠(20g)
大鼠(200g)
豚鼠(400g)
家兔
(1.5kg)
猫 (2.0kg)
猴 (4.0kg)
狗 (12kg)
人 (70kg)
小鼠(20g)
大鼠(200g)
豚鼠(400g)
兔(1.5kg)
猫(2.0kg)
猴(4.0kg)
狗 (12kg)
人 (70kg)
1.0
0.14
0.08
0.04
0.03
0.016
0.008
0.0026
7.0
1.0
0.57
0.25
0.23
0.11
0.06
0.018
12.25
1.74
1.00
0.44