表观修饰在哺乳动物植入前胚胎发育过程中的调控资料.doc

表观修饰在哺乳动物植入前胚胎发育过程中的调控精品资料生殖调控的研究进展-表观修饰在哺乳动物植入前胚胎发育过程中的调控摘要 哺乳动物成功的发育需要单细胞受精卵分化成不同的细胞类型，尽管它们包含相同的遗传物质。胚胎植入前发育的动态表达首先由重组单倍体表观基因组驱动以达到一种全能的状态。这一过程需要在受精后不久广泛的消除表观遗传所引起的效应。在形成受精卵的短短几天后,表观遗传程序得以建立并且对于第一次细胞的建系与分化至关重要。我们近期对哺乳动物植入前胚胎早期发育过程中表观遗传的部分动态表达作了综述。关键词 表观遗传；哺乳动物；植入前胚胎发育引言经典遗传学认为，核酸是遗传的分子基础。生命的遗传信息储存在核酸的碱基序列。人类基因组有20000多个基因，但在成人体内的200种左右细胞中每种细胞内都只有一部分特定基因会表达。通俗地说，每个个体内虽然所有细胞都含相同的遗传信息，但由于基因表达模式不同，这些本来由同一个受精卵分裂而成的细胞经过分化后成了具有不同功能和形态的细胞（如肝细胞上皮细胞和血细胞等），从而组成了不同的组织和器官。DNA序列不发生改变的情况下，基因表达发生可遗传改变的现象，就被定义为表观遗传现象。表观遗传学的调节机制主要包括DNA甲基化、组蛋白修饰、非编码RNA作用等。这些调节模式易受环境影响，因此表观遗传学更加关注环境诱导的表观遗传变异。最为直观的例子是环境诱导的动物免疫调节反应和胚胎发育后期母体和胚胎的改变。环境影响任何一种调节机制发生异常都可能导致细胞状态或细胞增殖发生紊乱，进而引起各种疾病。与序列改变引起的疾病不同，由于许多表观遗传变异是可逆的，表观遗传异常引发的疾病相对容易治疗。这是表观遗传学成为生物医学研究领域新热点的原因之一。从根本上看，表观遗传现象就是由环境因素引起的生物细胞内遗传物质变化的结果。在相当长一段时间内，表观遗传学的研究集中在DNA甲基化、小RNA和染色质重塑等方面。前期发表的论文中曾概述了副突变、亲代印记、性别相关的基因剂量补偿效应和转基因沉默等典型的表观遗传现象及其研究进展，本文主要论述表观遗传现象在哺乳动物植入前胚胎早期发育中的部分动态情况。1、从合子发育至囊胚哺乳动物植入前胚胎发育是受精卵经历卵裂发育为桑椹胚再发育至第一次出现明显的两个细胞系：内细胞团和外滋养层的囊胚的一个动态变化过程。这一发育过程有几个主要的过渡期：母型合子型过渡、致密化等。这些动态的、形态学的事件的发生是由表观遗传现象来调控基因表达的改变来实现的，包括DNA甲基化、整个基因组的组蛋白位点的修饰。2、小鼠植入前胚胎DNA甲基化的动态表达在哺乳动物细胞中，DNA甲基化出现在CpG的双核苷酸上。在整个基因组中，通常，无启动子的CpG区是高度甲基化的，我们把含有高浓度双核苷酸的编码蛋白基因区称为CpG岛。启动子相关区域CpG岛的甲基化与转录活性位点有关-活性转录基因往往没有发生甲基化。胞嘧啶残基上添加一个甲基基团的分子机制被认为是由DNA 甲基转移酶（DNMTs）家族调控。小鼠的基因敲除研究结果显示，每一个DNMTs都是发育所必须的，在精子和卵母细胞中均含有来源于双亲特殊的5mC。因此，在受精时，两个基因组携带不同的表观基因识别标志。所有亲本的生殖核都经历了全部的去甲基化，大概是为了确保大多数基因中的两个亲本对偶基因组相似的表观遗传信息，以及调控新形成的合子的全能化状态。在精子中，雄性单倍体基因组高度甲基化，约80-90%的CpG的双核苷酸发生了甲基化。母系单倍体基因组DNA全甲基化水平大概是精子的一半。受精不久之后，两个亲本的基因组经历了截然不同但是同样是DNA去甲基化的波动。在受精后的最初几小时内，父系基因组经历了活化，单独复制的去甲基化过程。相比较而言，母系基因组则大半的经历了被动的、细胞独立分化扩散的去甲基化，从而导致了植入前胚胎发育过程中的去甲基化。3、其他哺乳动物上早期DNA去甲基化的动态表达在小鼠和人的胚胎上，植入前DNA去甲基化的动态表达过程是很相似的，但是这并不适用于所有的哺乳类，不同的物种有着截然不同的表观重编程形式。在整个PN期及第一次细胞分化过程中，人、小鼠、大鼠的受精卵缺失了大部分父源的5mC。有差异的是，牛和山羊的胚胎中，仍然保留了雄原核中中等水平的5mC。比较显著的是，在整个PN期及植入前发育期，绵羊、猪、兔的胚胎中仍保留了5mC。在绵羊中，2-细胞期5mC水平下降，到16-细胞期又上升，内细胞团保持着DNA甲基化状态，但到外滋养层时却又急剧降低。这些比较性的研究，对不同哺乳动物物种的植入前期的5mC在时间和程度上作了不同的阐述。这些差异部分可能是由于合子基因组激活的改变而引起，同时也可能暗示了：甲基化重编程差异需要达到一个全能的状态等。4、植入前胚胎发育的组蛋白修饰除了DNA甲基化的变化，组蛋白修饰在建立一个全能性胚胎上也起着重要作用。染色质包含DNA、组蛋白及其他蛋白，核小体是其基本结构，包括组蛋白H2A、H2B、H3、H4两个中的其中一个。目前已经确定了核心组蛋白N-末端尾部受到转录后的修饰，这些修饰在在不同细胞类型基因表达模式上起不同的影响作用。组蛋白修饰包括：甲基化、乙酰化、泛素化、磷酸化及其他。这些修饰通过特定酶的催化发生在特定的氨基酸残基上。早期胚胎发育的研究显示，受精后的短时间内，在PN融合之前许多组蛋白的修饰是不平衡的。比如说，在小鼠上，H3K27ac、H4K5ac和H4K16ac只有在早期受精卵的雄原核上才能被发现。相反的，所有形式的H3K4的甲基化（me1、me2、me3）只存在于雌原核上，并且雌原核上的H3K9me2和me3更明显。尽管这些不均匀的修饰的功能性的作用在很大程度上还是个未知数，但它突显出雌雄原核不同的重编程对于恰当的胚胎基因组激活和胚胎发育是必要的。对特异性修饰的功能性研究才刚刚开始，利用基因策略来添加或删除胚胎中特定的酶。如在小鼠上，敲低HDAC1间接地使得组蛋白H4高度乙酰化而导致发育迟滞。敲低Ing2（H3K4me3甲基转移酶活化剂）或者RNF20（组蛋白H2B泛素化）会造成桑椹胚阶段发育停滞。敲除PR-Set7基因会使得H4K20me1消失而诱发8-细胞时期的早期胚胎致死。与人工生殖技术相关的是，在植入前胚胎中组蛋白修饰易被操作，有可能改变表观模式。比如说，在小鼠上，体外受精胚中H3K4me3是显著低于体内受精胚的。与之相似的是，热处理精子后形成的囊胚的内细胞团的H3K27me3水平要低于未进行热处理的。另外，冷冻保存可以改变卵母细胞及受精卵中H4K12ac的模式。5、内细胞团（ICM）与外滋养层（TE）细胞上的组蛋白修饰在小鼠胚胎中，转录因子如Oct4，Sox2，Nanog都在ICM上富集，并且抑制分化和促进多能性的形成。相反的，在TE细胞中，转录因子如Cdx2和Eomes上调促进了分化。与小鼠相比，牛和猪的胚胎中的Oct4和Cdx2在ICM和TE中共表达，但其分化的机制仍旧不清楚。对于胚胎外细胞的生长和分化来说，DNA甲基化不是必须的，但是合适的组蛋白的修饰可能是表观遗传信息指导基因表达及谱系形成的关键。有研究显示，Cdx2启动子对于H3K9me3的抑制对维持多能性是至关重要的并且早期胚胎中缺失相关的甲基转移酶会导致ICM死亡。然而，在TE细胞中，Suv39h甲基转移酶介导的H3K9me3的抑制在TE细胞中ICM特异基因启动子上。这些研究的亮点是，即使是相同的组蛋白修饰也可以通过不同的酶而进行精确调控来影响不同细胞群的系谱形成。在整个植入前发育阶段，甚至发现有一些特定的与细胞分化相关的富集位点，比如说，在鼠科动物和牛的胚胎中，H3K4me3和H3K27me3专门在ICM或TE上表达的基因的启动子区富集。最近还有研究显示，缺失H3K27me3抑制的TE特异性基因对于TE细胞的发育及胚胎植入非常重要。除了组蛋白H3残基的甲基化，组蛋白H4的乙酰化（H4K8ac和H4K12ac）也与早期谱系形成有关。6、展望表观遗传学使人们更深刻地认识到基因与表型间的关，同时也很好地补充了“中心法则”没有涉及到的2个问题：一是哪些因素影响了基因的正常转录与翻译；二是核酸是不是储存遗传信息的唯一载体。另外，就像上述的内容，一些一系列广泛的共价组蛋白修饰目前被认为是在体内发生的并且与不同的转录状态或染色质构象有关。然而，关于发育期间组蛋白修饰的知识在全部模式中改变的报道还有所限制。尽管这些描述性的研究是一个重要的开端，但是对于这些修饰的重要功能还知之甚少。早期发育期间特异性位点组蛋白上的修饰的体内分享才刚刚开始。并且功能性数据的相对缺乏是由于以下几个因素造成的：（1）在同一时间内有效产生母源、合子型基因全部删除的胚胎的能力有所限制。（2）从少量细胞中分析组蛋白特异性位点上的修饰的能力有限。（3）无法改变特异性位点上的特殊修饰。幸运的是，这种类型的表观遗传工程已经脱颖而出并且许多团队正在研究体内表观遗传的技术。参考文献1 康静婷，梁前进，梁 辰，王鹏程.表观遗传学研究进展J.科技导报，2013,31(19)：66-74.2 Dupont C, Cordier AG, Junien C, Mandon-Pepin B, Levy R & Chavatte-Palmer P 2012 Maternal environment and the reproductive function of the offspring. Theriogenology 7814051414. ( doi:10.1016/j.theriogen-ology.2012.06.016)3 Erhardt S, Su IH, Schneider R, Barton S, Bannister AJ, Perez-Burgos L, Jenuwein T, Kouzarides T, Tarakhovsky A & Surani MA 2003 Consequences of the depletion of zygotic and embryonic enhancer of zeste 2 during preimplantation mouse development. Development 13042354248. ( doi:10.1242/dev.00625)4 eil R & Fraga MF 2012 Epigenetics and the environment: emerging patterns and implications. Nature Reviews. Genetics1397109. (doi:10.1038/nrg3142)5 Fischle W, Wang Y & Allis CD 2003 Binary switches and modification cassettes in histone biology and beyond. Nature 425 475479. ( doi:10.1038/nature02017 )6 Fleming TP, Sheth B & Fesenko I 2001 Cell adhesion in the preimplantation mammalian embryo and its role in trophectoderm differentiation and blastocyst morphogenesis. Frontiers in Bioscience 6 D1000D1007.(doi:10.2741/Fleming )7 Fouse SD, Shen Y, Pellegrini M, Cole S, Meissner A, Van Neste L, Jaenisch R & Fan G 2008 Promoter CpG methylation contributes to ES cell gene regulation in parallel with Oct4/Nanog. PcG complex, and histone H3K4/K27 trimethylation. Cell Stem Cell2 160169. ( doi:10.1016/j.stem.2007.12.011)8 Fukuda A, Tomikawa J, Miura T, Hata K, Nakabayashi K, Eggan K, Akutsu H & Umezawa A 2014 The role of maternal-specific H3K9me3 modifi-cation in establishing imprinted X-chromosome inactivation and embryogenesis in mice. Nature Communications 5 5464. (doi:10.1038/ncomms6464)9 Gaudet F, Talbot D, Leonhardt H & Jaenisch R 1998 A short DNA methyltransferase isoform restores methylation in vivo . Journal of Biological Chemistry 273 3272532729. (doi:10.1074/jbc.273.49.32725 )10 Gaudet F, Talbot D, Leonhardt H & Jaenisch R 1998 A short DNA methyltransferase isoform restores methylation in vivo . Journal of Biological Chemistry 273 3272532729. (doi:10.1074/jbc.273.49.32725 )11 Gu TP, Guo F, Yang H, Wu HP, Xu GF, Liu W, Xie ZG, Shi L, He X, Jin SG et al. 2011 The role of Tet3 DNA dioxygenase in epigenetic reprogramming by oocytes. Nature 477 606610. (doi:10.1038/nature10443)12 Guo F, Li X, Liang D, Li T, Zhu P, Guo H, Wu X, Wen L, Gu TP, Hu B et al. 2014a Active and passive demethylation of male and female pronuclear DNA in the Mammalian zygote.Cell Stem Cell 15447458. ( doi:10.1016/j.stem.2014.08.003 )13 Guo H, Zhu P, Yan L, Li R, Hu B, Lian Y, Yan J, Ren X, Lin S, Li J et al.2014b The DNA methylation landscape of human early embryos. Nature 511 606610. ( doi:10.1038/nature13544)14 Hayashi-Takanaka Y, Yamagata K, Wakayama T, Stasevich TJ, Kainuma T, Tsurimoto T, Tachibana M, Shinkai Y, Kurumizaka H, Nozaki Net al. 2011 Tracking epigenetic histone modifications in single cells using Fab-based live endogenous modification labeling.Nucleic Acids Research39 64756488. ( doi:10.1093/nar/gkr343)15 Hayashi-Takanaka Y, Yamagata K, Wakayama T, Stasevich TJ, Kainuma T, Tsurimoto T, Tachibana M, Shinkai Y, Kurumizaka H, Nozaki Net al. 2011 Tracking epigenetic histone modifications in single cells using Fab-based live endogenous modification labeling.Nucleic Acids Research3964756488. ( doi:10.1093/nar/gkr343)16 He YF, Li BZ, Li Z, Liu P, Wang Y, Tang Q, Ding J, Jia Y, Chen Z, Li L et al. 2011 Tet-mediated formation of 5-carboxylcytosine and its excision by TDG in mammalian DNA. Science 333 13031307. ( doi:10.1126/science.1210944)17 Herrmann D, Dahl JA, Lucas-Hahn A, Collas P & Niemann H2013 Histone modifications and mRNA expression in the inner cell mass and trophectoderm of bovine blastocysts. Epigenetics 8 281289.(doi:10.4161/epi.23899 )18 Hirasawa R, Chiba H, Kaneda M, Tajima S, Li E, Jaenisch R & Sasaki H 2008 Maternal and zygotic Dnmt1 are necessary and sufficient for the maintenance of DNA methylation imprints during preimplantation development. Genes and Development2216071616. ( doi:10.1101/gad.1667008 )19 Howell CY, Bestor TH, Ding F, Latham KE, Mertineit C, Trasler JM & Chaillet JR 2001 Genomic imprinting disrupted by a maternal effect mutation in the Dnmt1 gene. Cell 104 829838. ( doi:10.1016/S0092-8674(01)00280-X ) 20 Howlett SK & Reik W 1991 Methylation levels of maternal and paternal genomes during preimplantation development. Development 113119127.仅供学习与交流，如有侵权请联系网站删除 谢谢6