麻醉机能实验.doc

实验一：利多卡因对神经干复合动作电位的影响
。※实验目的
    观察蟾蜍坐骨神经动作电位的基本波形（包括双相和单相动作电位），了解神经纤维传导兴奋的特征。观察利多卡因对动作电位的影响。
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※<实验原理
    神经接受刺激兴奋时所发生的电位变化，可以用一对引导电极放置在神经表面引导出来。由于坐骨神经干内含有无数条神经纤维，因此记录到的动作电位是一大群阈值不同、传导速度不同、振幅不同的峰的总和曲线，可称为复合动作电位。利多卡因可阻滞钠通道，从而影响动作电位并产生局部麻醉作用。
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※实验对象
    蟾蜍
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※实验器材
    蛙类手术器械一套（蛙板、玻璃分针2、粗剪刀、手术剪、眼科剪、镊子、探针、图钉4、屏蔽盒、液体石蜡、培养皿、滴管、烧杯2、纱布、棉线、黑丝线（1号）、任氏液、方盘、针筒（1ml）、针头（4号）、滤纸、2%盐酸利多卡因注射液1支。
动作电位波形
 正  常 神经调转 利多卡因 在两记录电极
间剪断神经 在刺激电极与记录
电极间剪断神经
波
形     
【实验报告与思考题】
1．绘出所观察到的动作电位波形，并说明原因。
2．如何区别刺激伪迹与神经干动作电位？
3．利多卡因对动作电位有何影响？为什么？内容
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※实验步骤
一、实验准备
1．破坏脑脊髓：取蟾蜍一只，左手握蟾蜍，用食指压住其头部前端使头前俯，右手持探针从枕骨大孔处垂直刺入，然后向前刺入颅腔，左右搅动破坏脑组织，继之再将探针缓慢退至枕骨大孔处向后刺入椎管捣毁脊髓，破坏完全时可见四肢松软。
2．去除躯干上部及内脏：在骶髂关节水平以上0.5～1.0cm处用粗剪刀剪断脊柱，左手握其脊柱下端，使头与内脏自然下垂，右手持剪刀，沿脊柱两侧剪除内脏及头胸部，仅留后下肢、骶骨、髂骨、脊柱及由它发出的坐骨神经。
3．剥除皮肤：用镊子捏住脊柱端（不要捏住或接触神经），右手捏紧皮肤边缘，向下撕掉全部后肢的皮肤，然后将标本放入盛有任氏液的培养皿中。
4．手及用过的器械洗净、擦干。
5．平分脊柱：用镊子从背部夹住脊柱，将标本提起，用粗剪刀剪去突出的尾骨（注意：勿损伤坐骨神经），然后平放在蛙板上，用粗剪刀将脊柱平分为两半，并在耻骨联合正中剪开。将分离的两腿放入盛有任氏液的培养皿中。
6．游离坐骨神经：取一蟾蜍腿背侧向上放置于蛙板上，用图钉固定两端（注意：勿损伤坐骨神经），用玻璃分针沿坐骨神经沟（股二头肌与半膜肌之间）找出坐骨神经，小心分离至踝关节，剪去神经干上的所有分支，然后分别结扎神经脊柱端和外周端（要尽量靠两端，使神经尽可能长），在结扎处外侧剪断神经，游离出神经干并将其浸在任氏液中30 min使其兴奋性稳定。
二、观察项目
1．连接屏蔽盒（用鳄鱼夹按顺序连接好刺激电极与记录电极，相互保持绝缘，地线也按盒上标计连接好）。
2．将神经搭在电极上（近脊柱端在刺激电极，远脊柱端在记录电极），然后选择“实验模块”中的“动作电位”选项，点击刺激（强度1V，波宽0.05ms），记录正常动作电位。然后将神经调转方向（远脊柱端在刺激电极，近脊柱端在记录电极），记录动作电位。
3．停止刺激，将神经调回原来状态（近脊柱端在刺激电极，远脊柱端在记录电极），然后涂上石蜡防止干燥（刺激电极与记录电极之间留一小段不涂 ，以备给药）。
4．在刺激电极与记录电极之间滴一滴2%利多卡因（要在神经干上附着，以便充分作用），然后每隔1min刺激并记录几秒钟，直至动作电位明显减小。
5．恢复15min后，在两记录电极之间剪断神经，记录动作电位；然后在刺激电极与记录电极之间剪断神经，记录动作电位。
【结果】
内容
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※实验结果
    把实验结果记入下表。
                           动作电位波形
   正  常   神经调转  利多卡因  在两记录电极间剪断神经  在刺激电极与记录电极间剪断神经
波
形   
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※实验报告与思考题
  1．绘出所观察到的动作电位波形，并说明原因。
  2．如何区别刺激伪迹与神经干动作电位？
  3．利多卡因对动作电位有何影响？为什么？

实验二：氯胺酮催眠ED50和LD50的测定(分组法和序贯法)

※概述
    半数有效量（median  effective  dose, ED50）指药物引起半数实验动物发生阳性反应(质反应)的剂量。 若以死亡作为阳性反应的指标,则为半数致死量(median  lethal  dose, LD50)。因此，LD50可视为ED50的一个特例。
    ED50表示药物作用强度的大小, LD50表示药物毒性的大小, 两者的测定原理、计算方法相同。药物的治疗指数(therapeutic  index, TI)等于两者的比值, 即TI=LD50/ED50,  表示对半数动物有效的剂量增大多少倍可引起半数动物死亡, 是评价药物的重要指标。
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※实验目的
    学习测定ED50、LD50的方法, 比较分组法和序贯(上下)法优缺点, 了解ED50、LD50、TI的计算方法和意义。
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※实验设计
    有分组法和序贯法两种。分组法是较正规的方法, 对一批动物进行分组后, 给予不同剂量的药物, 记录各组阳性率。序贯法将动物一只一只序贯地进行实验，药液配成等比浓度(剂量比值多在0.6～0.8)之间。先用某一剂量, 如动物出现阳性反应, 下一动物即用低一级剂量, 如为阴性反应, 则用高一级剂量。序贯法节省动物, 也可用于作预实验摸索大致剂量范围, 但仅适用于短期内能判断效应的实验。
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※计算
    一、分组法
    分组法的计算方法多达20余种, 以加权机率单位法(正规法、Bliss法)最为严谨精密, 惜计算较繁。点斜法(综合法, 孙瑞元法)可以简便地算得与正规法相当接近的全部有关数据, 其精确度优于其它各种简化法。点斜法适用于:
     ①剂量呈等比数列; ②各组动物数基本相等; ③阳性率分布大致符合常态。这些条件要求不高, 在实际工作中不难做到。
     点斜法计算LD50 (ED50类同) 的公式为：
     LD50 = log-1[Xm-i（∑P-0.5）+ i/4(1-Pm-Pn)]                 （1）
    含有0%及100%死亡率时，上式简化为：
     LD50=log-1[Xm-i (∑P-0.5)]                                  （2）
                                                                 （3）
     LD50的95%可信限=log-1（logLD50±1.96×Sx50）                （4）
    式中Pm为最高死亡率,  Xm为最高死亡率Pm组的剂量对数值;  i为组距即浓度比值的对数, Pn为最低死亡率, n为各组组内动物数。Sx50为LD50对数值(X50)的标准误。
    举例：某药给20±2g小白鼠腹腔注射, 测得24h死亡数据(见表1)，计算其LD50及其95%可信限。
         表1    实验数据表
剂量/(mg.kg-1)    100   143     204     292     416    595
死亡率           0/10   2/10    3/10    6/10    9/10   10/10
     将上述数据填入表2进行计算。
          表2     计算表LD50
剂量/(mg.kg) (D)     对数剂量(X)          死亡率(P)              p2
100                                        0/10 (0)              0
143                   2.155                2/10 (0.2)          0.04
204                   2.310                3/10 (0.3)          0.09
292                   2.465                6/10 (0.6）         0.36
416                   2.619                9/10 (0.9)          0.81
595                   2.774               10/10 (1.0)          1.0
I=0.1549  Σp=3.0 Σp 2=2.3
    将上述结果代入公式(2)
    I = ㏒595/416=0.155
    LD50 = log-1【Xm – i (∑P - 0.5)】 = log-1 【2.774 - 0.155(3-0.5)】 = 102.387 = 243.5(mg/kg)
    Sx50=0.155× =0.043
    LD50的95%可信限= ㏒-1 (㏒LD50±1.96×Sx50) = ㏒-1 (㏒243.5±1.96×0.043) = 200.8～296.0mg/kg
    测定结果：LD50为243.5 mg/kg,  LD50的95%可信限为200.8～296.0 mg/kg。
    二、序贯法
    序贯法有三种计算法，代表三种思路。限于时间和篇幅，仅介绍Dixon –Mood法。
    举例：实验剂量为350、245、172、120、84mg/kg，按序贯法用药，死亡者用x表示，存活者用o表示，实验结果见表3。
   （1）剂量按等比数列安排，最好在4~5组内可包括全部动物，本例剂量比值为1：0.7，对数剂量组距i = log1/0.7 = 0.155。
   （2）任选一中心组使其组距（d）为零，剂量较高者依次为1，2，3，….。剂量较低者为-1，-2，-3，…。组距为0的对数剂量为X0，本例X0 = 2.234。
   （3）序贯实验完成后，总计各组的死亡率及存活数，求其总和，以总和较小者为a，计算ad及ad2。本例总死亡数为13，总存活数为9，故以存活数为a。第一组a = 0，故ad、ad2均为0。第二组a = 1,d = 1，故ad = 1，ad2 = 1。第五组a = 2，d = -2，故ad = -4，ad2 = 8。
   （4）将a，ad，ad2之总和分别以N、A、B代表之。
                表3  Dixon –Mood法序贯计算
剂量   对数剂量 组距        序贯结果                     死   活   阳性       
(mg/kg)   X      d                                        x    o     a    ad    ad2
350     2.544    2   x            x                       2    0     0     0     0
245     2.389    1    x       x  o  x                     3    1     1     1     1
172     2.234    0     x  x  o  o    x  x     x           5    2     2     0     0
120     2.079    -1     o   o          o  x  o  x  x      3    4     4     -4     4
84      1.924    -2                        o     o        0    2     2     -4     8
i = 0.155   X0 = 2.234    存活者少，作为阳性（a）        13    9     9     -7     13
                                                                    (N)   (A)    (B)
      1.计算LD50有二个公式，可按情况选用
    （1）当a表示存活数时, 公式中取加号
                LD50=㏒-1 [x0 +i(A/N+0.5)]        (5)
    （2）当a表示死亡数时, 公式中取减号
                LD50=㏒-1 [x0 +i(A/N-0.5)]         (6)
     本例因存活数动物少, 以其为a, 故取加号.
     LD50=㏒-1 [2.234+0.155(-7/9+0.5)]= ㏒-1(2.191)=155.2
     2．计算Sx50及95%可信限
     LD50的95%可信限=log-1（X50±1.96×Sx50）=log -1（2.191±1.96×0.072）=112.2～214.8(mg/kg)
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※动物
  健康小鼠18～24g，雌雄均可，但需说明并剔除孕鼠。分组法各组小鼠的性别比例、平均体重应基本一致。
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※器材和药品
    1ml注射器每组6支，标明浓度；4号或5号针头，瓶盖打孔的广口瓶，瓶架，1.14%、0.8%、0.56%、0.39%、0.27%、0.19%的氯胺酮溶液，计算器。
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※<实验分组
    1～3组做序贯法，4～6组合做分组法。1～3组每组拿15只小鼠，每用一剂量后，若动物死亡，则下一剂量降低，若存活，则高一剂量。4～6组每组取20只小鼠，再分成2小组，每小组10只，分别给一个剂量。第4、5、6组依次给114mg?kg-1和80mg?kg-1、56 mg?kg-1和39mg?kg-1、27 mg?kg-1和19mg?kg-1。给药容积均为0. 1ml?10g-1体重。
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※观察与记录
    小鼠称重标记，腹腔注射药物后立即放入广口瓶，拧紧瓶盖后横放在瓶架上，慢慢旋转广口瓶，观察小鼠翻正反射是否消失（小鼠10秒不能自行站立即为翻正反射消失）记录小鼠翻正反射消失的潜伏期、持续期。1~3组则先给小鼠注射0.56%或0.39%的药液，然后根据翻正反射是否消失决定降低或升高一个剂量。
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※计算
    1～3组按序贯法分别计算ED50。4～6组将3组实验结果合并计算ED50。比较各ED50。
                              表4  实验记录
鼠瓶号 性别 体重（g）   给药时间   翻正反射消失时间    潜伏期（分）    翻正反射恢复时间（分）        持续期（分）

实验三：氯胺酮对蟾蜍心脏起搏点、期间收缩和代偿间歇的影响
※实验目的
    观察蛙心起搏点的部位以及心脏对额外刺激的反应，了解心肌有效不应期的特点。
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※实验原理
    心脏具有自动节律性，能够自动地有节律地产生兴奋，引起心脏的收缩。心脏各部位的自律性高低不一，心脏活动受自律性最高的部位控制。这个控制心脏正常活动的部位在两栖类为静脉窦，在哺乳类为窦房结。
    心肌在一次兴奋后，有一有效不应期，一直持续到机械反应的舒张期开始后。因而在整个收缩期中，任何强大的刺激均不能引起心肌兴奋。在舒张期中，当正常起搏点的兴奋尚未到达之前，给心脏一个适宜刺激，就可能引起心肌兴奋，提前出现一次收缩，称为期前收缩。外加刺激引起的兴奋后也有一个有效不应期。正常起搏点传来的兴奋落在该有效不应期中，不能引起心肌兴奋。所以期前收缩之后，脱漏一次正常起搏点兴奋引起的收缩，出现一个较长的间歇，称为代偿间歇。
    在整体情况下，氯胺酮因兴奋交感神经而兴奋心血管系统，在离体情况下则对心肌有直接抑制作用。
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※实验对象
    蟾蜍
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※实验器材
    蛙类手术器械、铁支架、蛙心夹、刺激电极、双凹夹2、任氏液、温度计、恒温水浴箱、滴管、烧杯2、拉力换能器、丝线、5%盐酸氯胺酮注射液1支。 
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※实验步骤
    一、实验准备
    1．破坏脑脊髓：左手握住蟾蜍，右手持金属探针从枕骨大孔刺入，向上左右搅动，破坏脑组织。然后把金属探针向下插入椎管，捣毁脊髓。
    2．暴露心脏：将蟾蜍仰卧固定于蛙板。沿腹部正中剪开皮肤5～6cm，用镊子提起剑突，于其下方剪一小口，然后紧贴胸壁剪开胸骨和左右锁骨。用镊子提起心包膜，剪开暴露心脏。
    3．观察并识别心脏的静脉窦、窦房沟，然后将已连接拉力换能器的蛙心夹夹在心尖部，垂直吊起心脏，再将刺激电极紧贴于心室肌上。
    二、观察项目
    1．选择“实验模块”中的“期前收缩”，记录正常的心肌收缩曲线。然后将刺激设定为强度1V、波宽0.5ms，延时0.05ms的单次刺激。逐渐增加强度进行刺激，直至出现期前收缩（刺激强度为3～5V左右）。
    2．在蛙心静脉窦处滴加35℃左右的任氏液1滴，观察心跳变化。
    3．在心脏表面滴加5%的盐酸氯胺酮溶液1～2滴，重复以上步骤后冲洗。
    4．结扎蛙心静脉窦，观察心跳变化。
    5．结扎窦房沟后，观察心跳变化。
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※实验结果
    记录实验结果。
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※实验报告与思考题
    1．外加刺激在什么条件下才能引起期前收缩和代偿间歇？为什么？
    2．心肌兴奋后的兴奋性变化与神经、骨骼肌有何异同？
    3．氯胺酮对蟾蜍心脏的收缩活动有何影响？为什么？
    4．在窦房沟处结扎后，心房肌和心室肌的收缩活动会发生什么变化，为什么？
   5．结扎静脉窦与结扎窦房沟所引起的心跳变化不同，说明蟾蜍心脏的节律中心在什么位置？

实验四：药物代谢动力学参数的计算

※实验目的
    计算线性开放二室模型药物的药代动力学参数。
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※实验数据
    家兔，雄性，平均体重2.87kg，耳缘静脉推注氨茶碱12.5mg·kg-1（相当于茶碱10mg·kg-1）经时取血，处理血样，用紫外分光光计法测得茶碱的血液浓度如下表：
时间（h）   0.05     0.1  0.15   0.20   0.30  0.40   0.50   1    2      4     6
血药浓度
(μg·ml-1)   35.01  28.64  24.94  23.44  21.03 19.94  18.60 17.71 15.11 12.81 9.5
    求茶碱的药代动力学参数：A、B、VC、α、β、t1/2α、t1/2β、K12、K10、K21、CL、AUC。

实验五：蟾蜍心脏灌流

※实验目的
    学习离体蛙心灌流的方法，观察理化因素的改变对心脏正常节律性活动的影响。
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※实验原理
    离体心脏在模拟其内环境的条件下，可以持久地维持其生理特性，而人为改变其环境因素，则影响其生理特性。
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※实验对象
    蟾蜍
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※实验器材
   蛙类手术器械、蛙心套管、蛙心夹、拉力换能器、双凹夹2、滴管2、烧杯2、任氏液、丝线、刺激电极、低钠任氏液（其中NaCl为0.3%）、0.65%NaCl、1%KCl、3%CaCl2、3%乳酸、0.1‰肾上腺素、0.1‰乙酰胆碱、铁支架、25%羟丁酸钠注射液1支。
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※实验步骤
    一、离体蛙心的制备 
    1．取蟾蜍一只，破坏脑脊髓，仰卧固定于蛙板。剪开胸部皮肤和胸骨，打开心包，暴露心脏。用玻璃分针分离主动脉干周围的结缔组织，在其下方穿一丝线，并打一松结。
    2．将心脏翻向头端，分离后腔静脉，在其下方穿一丝线并结扎（尽量向下以免损伤静脉窦）。
    3．左手用镊子从扣结中拉出左心房壁，右手用眼科剪剪破心房壁约2mm，将盛有任氏液的蛙心套管插入心室，然后另一人把结打紧（左手的镊子始终不要放开）。用滴管吸去套管内的血液，并用任氏液冲洗数次，以防血液凝固阻塞套管。然后将结扎线固定于套管的小突起上，以免蛙心套管滑出。
    4．轻轻提起套管，将心脏游离摘出。再用滴管吸出套管内的血液，并用任氏液冲洗，使心脏和套管内无血液或血块。
    5．将蛙心套管固定在铁支架上，用蛙心夹在心舒期夹住蛙心尖部，蛙心夹上的丝线连于拉力换能器上（丝线略倾斜，不要完全垂直于桌面，以防液体滴在换能器上）。并将刺激电极紧贴心室壁固定。
    6．选择“实验模块”中的“蛙心灌流”，记录正常心肌收缩曲线。
    二、观察项目
    1．把套管内的任氏液全部换为0.65%NaCl溶液，观察心跳变化后，更换任氏液，使心跳恢复正常。
    2．加入3%CaCl2溶液1～2滴，观察心跳变化后更换任氏液，使心跳恢复正常。
    3．加入1%KCl溶液1滴，观察心跳变化后更换任氏液，使心跳恢复正常。
    4．加入0.01‰肾上腺素溶液1滴，观察心跳变化后更换任氏液，使心跳恢复正常。
    5．加入0.01‰乙酰胆碱溶液1滴，观察心跳变化后更换任氏液，使心跳恢复正常。
    6．加入25%羟丁酸钠溶液1滴，观察心跳变化后更换任氏液，使心跳恢复正常。
    7．加入3%乳酸溶液1滴，观察心跳变化后更换任氏液，使心跳恢复正常。
    8．吸出任氏液，全部换上低钠任氏液，观察心跳变化后更换任氏液，使心跳恢复正常。
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※注意事项
    1．制备离体蛙心时，手术应小心，尤其不可损伤静脉窦。
    2．当每种化学药物作用已明显时，应立即将套管内液体吸出来，并换任氏液灌流冲洗数次，使心脏活动恢复正常后，才能进行下项实验。若化学药物作用不明显时可再滴加。
    3．滴加化学药物与调换溶液时，应及时作好标记。
    4．吸任氏液和化学药物的滴管要专用，不可混淆。每次均要确保滴入套管内的溶液中，如有挂壁，用任氏液冲入。
    5．心套管内液面的高度应保持恒定。
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※实验报告与思考题
    1．记录实验结果并说明原因。
    2．在实验过程中，心套管内的灌流液面为什么应保持一定高度？
    3．羟丁酸钠对离体蟾蜍心脏的收缩活动有何影响？可能机制是什么？意义如何？
    4．低钠和高钙溶液影响心脏收缩活动的机理是什么？

实验六：离体肺顺应性的测定

※实验目的
    学习离体肺容积-压力曲线的制作方法；掌握表面张力对肺顺应性的影响。
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※实验原理
    顺应性是指弹性组织在外力作用下的可扩张性，与弹性阻力成负相关。肺顺应性是度量肺弹性阻力的一个指标，可用单位跨肺压引起的肺容积改变来表示。肺弹性阻力来自肺本身的弹性回缩力以及肺泡液-气界面的表面张力，肺充气时有表面张力和肺弹性回缩力的共同作用；而充生理盐水时仅有肺弹性回缩力的影响。通过对不同情况下肺顺应性的测定，可以了解表面张力对肺顺应性的影响。
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※实验对象
    家兔
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※实验器材
    哺乳动物手术器械一套、Y型气管插管、托盘、烧杯、水检压计、30或50ml注射器、乳胶管两段（长20cm左右）、25％氨基甲酸乙酯。
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※实验步骤
    一、实验准备
    剪去颈部的毛，沿颈部正中切开皮肤。结扎固定。分离两侧迷走神经，其下各穿一线备用。术毕用盐水纱布覆盖手术野。
    制备离体气管-肺标本：用氨基甲酸乙酯（1.0g/kg）将兔麻醉，剪开颈部血管放血处死。将兔仰卧固定于兔台，沿正中线剪开颈部至剑突下的皮肤。用止血钳钝性分离皮下组织，分离胸骨舌骨肌找出气管。气管下方穿线，在气管上作一倒“T”型切口，插入Y型气管插管并结扎固定。在肋膈角处刺破膈肌使肺萎缩，自剑突下向上劈开胸骨，打开胸腔，使肺回缩。小心分离与气管、肺联系的周围组织，使气管和肺游离出来。剪掉心脏，用生理盐水冲去血迹后，将气管-肺标本置于放有生理盐水的托盘中。
    二、观察项目
    1．注气与抽气
    适度扩张肺，连接于检压装置。向检压计内注入适量水，调整水检压计的零点与托盘的水面相平后，进行以下实验。
    （1）注气：将30ml注射器抽满空气，连接气管插管。每次向肺内注入适量气体，使检压计的压力上升2cmH2O，待检压计的读数稳定后，读取此时注入的气体体积。连续多次注气，使肺膨胀。
    （2）抽气：随后从肺中抽气，每次均使检压计的压力降低2cmH2O，待检压计的读数稳定后，读取此时抽出的气体体积。连续多次抽气，直到检压计上的压力为“0”。
    2．注生理盐水与抽生理盐水
    将肺浸在盛有生理盐水的托盘中。反复注入和抽出生理盐水，尽量将肺内气体赶尽。检压计与肺之间的管道内充满生理盐水，调整水检压计的零点与托盘的水面相平。
   （1）注生理盐水：将30ml注射器抽满生理盐水，连接气管插管。每次向肺内注入适量生理盐水，使检压计的压力上升1cmH2O，待检压计的读数稳定后，读取此时注入的生理盐水体积。连续多次注生理盐水，使肺膨胀。
   （2）抽生理盐水：随后从肺中抽生理盐水，每次均使检压计的压力降低1cmH2O，待检压计的读数稳定后，读取此时抽出的生理盐水体积。连续多次抽生理盐水，直到检压计上的压力为“0”。
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※注意事项
    1．制备无损伤的气管-肺标本是本实验的关键。游离气管和肺时应小心谨慎，特别要与周围脂肪组织相区别。
    2．注气或注生理盐水的速度不可太快、量不可太多。
    3．读取跨肺压时，务必等水检压计内液面停止波动后再读数。
    4．在整个实验过程中，注意保持气管-肺标本湿润。
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※实验报告与思考题
    1．以压力为横坐标、容积为纵坐标，分别绘出注气和抽气、注生理盐水和抽生理盐水时的肺容积-压力曲线。
    2．为何注气和注生理盐水对肺顺应性的影响不同？

实验七：生理、药理因素对血压的影响
※实验目的
    学习家兔动脉血压的描记方法，识别有关神经和血管；观察神经体液因素、药物对血压的影响，了解药物作用的受体机制。
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※实验原理
    本实验采用动脉插管法直接测定动脉血压，并通过压力换能器和电脑，将血压记录下来。通过动脉血压的变化，直接或间接地观察心血管活动的神经体液性调节，用受体激动剂或阻滞剂为工具药，分析药物作用的受体机制。
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※<实验对象
    家兔
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※实验器材
    压力换能器、兔台、哺乳类动物手术器械一套、丝线、纱布、烧杯2、铁支架1、双凹夹2、动脉夹、气管插管、动脉套管、三通开关2、保护电极、注射器（5ml×2、1ml×8、20ml×1）、头皮静脉针1、生理盐水、3%戊巴比妥钠、0.5%肝素生理盐水、0.01%乙酰胆碱、0.5%阿托品、0.01%去甲肾上腺素、0.01%肾上腺素、0.01%异丙肾上腺素、1%酚妥拉明、0.5%普萘洛尔。
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※实验步骤
    一、实验准备
    1．记录血压的方法：调零后，将压力换能器与电脑相连，并将压力换能器固定于铁支架上，其位置大致平行于心脏水平面。然后经三通开关，将换能器与准备插入颈总动脉内的塑料管之间的整个管道内充满0.5%肝素生理盐水，备用。
    2．连接好刺激装置，备用。
    3．动物麻醉与固定：在家兔耳缘静脉缓慢注射3%戊巴比妥钠（剂量为30mg/Kg），麻醉后将兔仰卧固定于兔台上，剪去颈部手术部位的兔毛。
    4．动物手术：用手术刀切开颈部正中的皮肤5～7cm，用止血钳分离皮下组织和肌肉，在气管两侧深部即可见颈总动脉鞘，其内包裹颈总动脉-神经束。神经束中，迷走神经最粗，位于外侧；减压神经最细，位于迷走神经和交感神经之间，并常与交感神经紧贴在一起。分离气管，插入气管插管后结扎固定。分离出右侧迷走神经和两侧颈总动脉，总长约2～3cm, 分别其下方穿线备用。
    5．颈总动脉插管并记录动脉血压：在左侧颈总动脉的远心端用丝线结扎，近心端用动脉夹夹住（在结扎处与动脉夹之间的动脉长度越长越好，一般至少3cm左右）。在紧靠远心端结扎处稍下方（2～3mm），用细剪刀在动脉上做一斜形切口，将准备好的动脉套管由切口向心脏方向插入动脉血管内，再用已穿好的丝线将套管扎紧并将余线扎在套管的侧管上固定，以防套管从插口处滑出。通道空载调零结束后，将三通开关调至与动脉方向一致，缓慢打开动脉夹，即见有血液自动脉内冲入动脉套管，电脑屏幕上显示血压曲线。注意：套管应与动脉方向一致，防止血管壁被套管口刺破。
    6．建立静脉通路：用头皮静脉针穿刺耳静脉成功后，经三通开关连接于充满生理盐水的20ml注射器。每次给药均由三通开关经头皮静脉针注入。
    二、观察项目
    1．观察正常血压曲线。
    2．用动脉夹夹闭对侧颈总动脉10～15秒，观察血压和心率的变化。
    3．改变体位：突然抬高双后肢后，观察血压和心率的变化。
    4．刺激迷走神经：牵拉迷走神经，观察血压和心率的变化。然后电刺激右侧迷走神经（波宽5ms，波间隔20ms，强度1.5～3.0V，频率30Hz），观察血压和心率的变化。
    5．待血压恢复正常后，按下列次序静脉给药：
    ①0.01%乙酰胆硷0.1 ～0.2ml/kg；
    ②0.5%阿托品0.33ml/kg；
    ③0.01%乙酰胆硷0.1 ml/kg；
    ④0.01%去甲肾上腺素0.1ml/kg；
    ⑤0.01%肾上腺素0.1ml/kg；
    ⑥0.01%异丙肾上腺素0.1ml/kg；
    ⑦1%酚妥拉明0.1ml/kg；
    ⑧重复给去甲肾上腺素、肾上腺素、异丙肾上腺素，剂量同上；
    ⑨0.5%普萘洛尔0.1ml/kg；
    ⑩重复去甲肾上腺、肾上腺素、异丙肾上腺素，剂量同上。
    观察每次给药后的血压和心率的变化，并思考其变化的原理。
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※注意事项
    1．缓慢注射麻醉药，注意观察麻醉指标，防止麻醉过深。
    2．在整个实验过程中，注意保护好动脉插管处，防止血管刺破。
    3．每项观察结束后，待血压基本恢复正常后再进行下一项实验。
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※实验报告与思考题
    1．概述上述各项血压变化，解释其原因。
    2．本实验的设计思路是什么？请您做一设计，用工具药分析药物的作用及受体机制。
实验八：反射弧分析
※实验目的
    分析反射弧的组成部分，证明反射弧的完整性与反射活动之间的关系。
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※实验原理
    反射是指在中枢神经系统参与下，机体对内、外环境刺激发生的规律性适应性的应答反应，其结构基础是反射弧。反射弧中任何一个组成部分的解剖结构和生理完整性遭到破坏，反射活动就无法进行。
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※实验对象
    蟾蜍
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※实验器材
    蛙类手术器械一套、培养皿、滴管、烧杯2（250、500ml各一）、纱布、滤纸片、肌夹、双凹夹、铁支架、棉球、3%硫酸溶液。
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※实验步骤
    一、实验准备
    1．制备脊髓蟾蜍：取蟾蜍一只，用粗剪刀稍剪开两侧口角，然后将剪刀插入剪开的口角，在平枕骨大孔处剪去头颅（下颌不要剪掉），并在断端压置棉球止血。
    2．用肌夹夹住蟾蜍的下颌，悬挂在铁支架上，稳定10min。
    二、观察项目
    1．用培养皿盛3%硫酸1～2ml，分别刺激两后肢的趾端，观察其反射活动（特别注意大腿和小腿的活动方式）。出现反射后，立即用清水洗去硫酸并擦干。
    2．将浸有3%硫酸的滤纸放于蟾蜍的腹部皮肤上，观察其反射活动，注意观察小腿与足趾的活动方式。然后立即用清水洗去硫酸并擦干。
    3．在右下肢小腿腓肠肌中部，沿皮肤作环行切口，撕去小腿以下皮肤（去除皮肤要完全）。再用3%硫酸刺激该侧足趾，观察有无反射活动，然后用清水洗去硫酸并擦干。
    4．将脊髓蟾蜍俯卧固定在蛙板上。在左大腿后内侧作一纵形皮肤切口，用玻璃分针在股二头肌和半膜肌之间的坐骨神经沟内找出坐骨神经，将其高位剪断。然后再将蟾蜍悬挂在铁支架上，待其安静后重复步骤2，观察左大腿与左小腿的活动方式。
    5．用3%硫酸刺激左足趾，观察有无反射活动。试说明步骤4、5影响了反射弧的哪个环节？
    6．用剪刀将右下肢的胫前肌群及腓肠肌剪断，使其与胫骨分离。再重复步骤2，观察右下肢小腿与足趾的活动。此步骤说明破坏了反射弧哪个环节？
    7．用金属探针插入椎管捣毁脊髓后，再用硫酸分别刺激蟾蜍腹部皮肤，观察有无反射活动。此步骤说明反射弧的哪个环节被破坏？
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※注意事项
    1．离断颅脑部位要适当，太高可能保留部分脑组织而出现自主活动，太低则可能影响反射活动的引出。
    2．每次刺激后，应立即用清水洗去皮肤上残存的硫酸并用纱布擦干，以保护皮肤并防止冲淡硫酸溶液。
    3．坐骨神经的剪断部位应尽量靠近大腿根部。
    4．注意动物保温，适当调节室温。
    5．入硫酸溶液的部位应限于一个趾尖。每次浸入范围应恒定，以保持刺激强度一致。
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※实验报告与思考题
    1．以上结果产生的原因分别是什么？
    2．请您设计一个实验，验证局麻药的感觉-运动分离现象。
实验九：呼吸运动的调节
※实验目的
    掌握动物呼吸运动的记录方法；观察神经、体液和药物因素对呼吸运动的影响；学习动物胸内压的测定方法。
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※实验原理
    呼吸运动能够有节律地进行，是神经系统的反射性调节所致。各种体液因素和药物可以直接作用于呼吸中枢或通过不同的感受器而反射性影响呼吸运动。
    胸内压是胸膜脏层和壁层之间的胸膜腔内压的简称，主要由肺的弹性回缩力造成。正常机体的胸内压在平静呼吸的吸气、呼气相会发生波动，但均低于大气压，为负值。
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※实验对象
    家兔
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※实验器材
    哺乳动物手术器械一套、兔台、张力换能器、缝针、注射器（10 ml×1、5ml×2、2ml×1）、Y型气管插管（一侧管连接短乳胶管）、长乳胶管（50cm）、气袋、CO2气体、1.5%乳酸、简易水检压计、生理盐水、25％氨基甲酸乙酯、1%盐酸吗啡注射液、0.04%盐酸纳洛酮注射液。
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※实验步骤
    一、实验准备
    1．麻醉固定：由兔耳缘静脉缓慢注射25％氨基甲酸乙酯（1g/kg），麻醉后仰卧固定于兔台。
    2．手术：剪去颈部的毛，沿颈部正中切开皮肤。用止血钳钝性分离皮下组织，分离胸骨舌骨肌找出气管。气管下方穿线，在甲状软骨以下的气管上作一倒“T”型切口，插入气管插管后结扎固定。分离两侧迷走神经，其下各穿一线备用。术毕用盐水纱布覆盖手术野。
    3．连接记录装置：用带线的缝针穿过剑突表面的皮肤，一端打结，另一端通过张力换能器与电脑相连。
    二、观察项目
    1．观察正常呼吸曲线，区分吸气相与呼气相。
    2．增加无效腔：气管插管的一侧管接50cm长的乳胶管，用止血钳夹毕另一侧管的乳胶管，观察呼吸运动的变化。
    3．增加吸入气中CO2浓度：将装有CO2 的气袋和气管插管侧管（二者保持一定距离）共置于一倒置的烧杯内。将气袋管口的夹子逐渐松开（约5s），使CO2 气体不会过急地随吸气进入气管，观察此时呼吸运动的变化。
    4．增大气道阻力：止血钳夹毕气管插管侧管的乳胶管，用手指部分阻塞另一侧管